Aristolochic acid A   中文名称: 马兜铃酸 A

NF-κB; AP-1
Aristolochic acid I‘s primary mechanism involves metabolism by cytochrome P450 enzymes (CYP1A1 and CYP1A2), which can both bioactivate and detoxify the compound. It also interferes with BLCAP tumor suppressor gene expression and induces autophagy and mitochondrial stress pathways. [1][2][3]

马兜铃酸I (AAI) 是一种植物化合物，与进行性肾脏疾病和人类尿路上皮癌的发生发展密切相关。膀胱癌相关蛋白 (BLCAP) 基因在包括膀胱癌在内的多种肿瘤中发挥抑癌作用。本研究评估了 AAI 对 BLCAP 表达及其相关机制的影响。在人胚肾细胞 (HEK293)、人近端肾小管上皮细胞 (HK-2) 和膀胱癌细胞 (HT-1376) 中施用 AAI 可显著降低 BLCAP mRNA 和蛋白的表达。AAI 还能有效抑制 HEK293 细胞中不同长度 BLCAP 启动子驱动的荧光素酶活性。在报告基因检测中，AAI显著降低了激活蛋白1 (AP-1) 和核因子-κB (NF-κB) 的活性，但进一步的点突变分析表明，BLCAP启动子上的AP-1和NF-κB结合位点并非AAI响应元件。DNA甲基转移酶抑制剂5-氮杂-2'-脱氧胞苷 (5-aza-dC) 的应用逆转了AAI诱导的BLCAP表达下降。然而，甲基特异性聚合酶链式反应 (PCR) 和亚硫酸氢盐测序结果表明，AAI处理并未改变BLCAP启动子的甲基化水平。在HEK293细胞系中敲低BLCAP可增强细胞迁移、侵袭和增殖能力，并诱导细胞获得非锚定依赖性生长能力。总之，AAI下调了BLCAP基因的表达，而BLCAP表达的缺乏促进了人类细胞的恶性转化，提示BLCAP可能在AAI相关的致癌过程中发挥作用[1]。在人胚肾细胞（HEK293）、人近端肾小管上皮细胞（HK-2）和膀胱癌细胞（HT-1376）中，马兜铃酸I（100-200 μM，处理24小时）以浓度依赖的方式显著降低了BLCAP mRNA和蛋白的表达。在HEK293细胞中，暴露于100 μM AAI后3小时即可观察到这种降低。 [1]
马兜铃酸I（100-200 μM，处理24小时）能有效抑制HEK293细胞中由不同长度BLCAP启动子（-1941/+158、-1735/+20、-1537/+20、-1396/+20、-830/+158、-419/+158和-172/+158）驱动的荧光素酶活性。[1]
马兜铃酸I（100 μM，处理24小时）能显著降低报告基因检测中激活蛋白1 (AP-1) 和核因子-κB (NF-κB) 的活性。然而，BLCAP启动子上AP-1和NF-κB结合位点的点突变或缺失并不能逆转这种抑制作用，表明这些位点并非马兜铃酸I的直接反应元件。 [1]
在HEK293细胞中，应用DNA甲基转移酶抑制剂5-氮杂-2'-脱氧胞苷（5-aza-dC）可逆转马兜铃酸I（150 µM，24 h）诱导的BLCAP表达下降。[1]
在HEK293细胞中，利用慢病毒介导的小发夹RNA敲低BLCAP（HEK293/shBLCAP），模拟马兜铃酸I的作用，增强了细胞迁移（约为对照组的2.5倍）、侵袭和增殖能力，并诱导了非锚定依赖性生长能力（每个视野8.2个克隆，而对照组为2.1个）。 [1] 在大鼠肾小管上皮细胞 (NRK52E) 中，马兜铃酸 I 诱导自噬，并通过 ERK 1/2 通路减轻细胞凋亡。[3] 在人肾近端小管上皮细胞中，马兜铃酸 I 诱导涉及内质网应激的细胞凋亡。[3] 在分离的大鼠肾脏线粒体中，马兜铃酸 I 引起线粒体通透性转换、肿胀、Ca2+ 泄漏、膜去极化和细胞色素 C 释放。[3] 在人肾近端小管上皮细胞中，马兜铃酸 I 诱导线粒体通透性转换，部分由线粒体腺嘌呤核苷酸转运蛋白介导。[3]

肝脏CYP1A，尤其是CYP1A2，在降低马兜铃酸I（AAI）肾毒性方面发挥着重要作用。本研究探讨了CYP1A强诱导剂丹参酮I对AAI诱导的肾毒性的影响。组织病理学和血液生化分析表明，丹参酮I能够减轻AAI诱导的急性肾损伤。药代动力学分析显示，丹参酮I显著降低了血浆中AAI的AUC以及肝肾组织中AAI的含量，表明其增强了AAI的代谢。实时定量PCR和Western blot分析证实，丹参酮I在体内有效提高了肝脏CYP1A1和CYP1A2的mRNA和蛋白水平。荧光素酶报告基因检测显示，丹参酮I以相似的程度显著增强了CYP1A1和CYP1A2的转录活性。总之，我们的数据表明，丹参酮I通过诱导肝脏CYP1A 1/2在体内促进AAI的代谢并预防AAI诱导的肾损伤[2]。马兜铃酸I (AAI) 可诱导肾小管上皮细胞 (RTEC) 自噬，从而减轻体外细胞凋亡。本研究旨在确定体外数据是否也适用于AAI诱导的体内病理状态。我们分别用AAI、自噬抑制剂[3-甲基腺嘌呤 (3MA) 或氯喹二磷酸盐 (CQ)]以及AAI联合抑制剂连续5天处理BALB/c小鼠。分别于第3天和第5天处死小鼠。通过电镜和蛋白质印迹法证实了AAI诱导的RTEC自噬。结果显示，在两个时间点，AAI处理的小鼠均出现肾小管上皮细胞（RTEC）凋亡诱导以及线粒体和内质网应激相关蛋白表达上调。AAI+抑制剂组的RTEC凋亡细胞数量更多，这可能与线粒体应激相关蛋白（细胞色素C和凋亡蛋白酶激活因子1，APAF-1）的增加有关。第5天，AAI诱导的严重肾小管间质损伤导致肾功能显著下降。AAI组垂死RTEC中存在大量自噬溶酶体。自噬抑制剂通过增加线粒体应激相关蛋白的表达加剧AAI诱导的RTEC线粒体凋亡，但部分缓解了AAI诱导的严重肾小管间质损伤。这些结果证实，AAI 可诱导 RTEC 细胞自噬，从而在体内通过线粒体途径抑制细胞凋亡。然而，持续的 AAI 刺激会诱导过度自噬，最终导致 AAI 诱导的细胞死亡。这表明，在急性马兜铃酸肾病小鼠模型中，细胞凋亡并非主要致病因素。[3]

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马兜铃酸 A 可用于构建肾毒性模型。
药代动力学研究表明，在 C57BL/6 雄性小鼠中，腹腔注射马兜铃酸 A（10 mg/kg）30 分钟后，肾脏中的浓度高于肝脏。血浆中马兜铃酸 A 的浓度也在给药后约 30 分钟达到峰值。马兜铃酸 A 诱导肾病的病理机制尚不明确。现有研究表明，马兜铃酸A主要损伤肾小管上皮细胞和肾小管，导致间质纤维化，从而引起肾毒性。

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在雄性C57BL/6小鼠中，预先腹腔注射丹参酮I（30或60 mg/kg，每日一次，连续3天）可显著降低单次腹腔注射马兜铃酸I（10 mg/kg）引起的血清尿素氮（BUN）和肌酐（CRE）升高。组织病理学（HE染色）显示，丹参酮I预处理可减轻马兜铃酸I诱导的肾小管坏死、肾小管扩张、透明管型形成和矿化。 [2]在雄性C57BL/6小鼠中，预先腹腔注射丹参酮I（60或120 mg/kg，每日一次，连续3天）可显著降低血浆中马兜铃酸I的药时曲线下面积（AUC）以及肝脏和肾脏中马兜铃酸I的含量。[2]在雄性C57BL/6小鼠中，腹腔注射丹参酮I（60或120 mg/kg，每日一次，连续3天）可有效提高肝脏CYP1A1和CYP1A2的mRNA和蛋白水平。 [2] 在雌性BALB/c小鼠急性马兜铃酸肾病模型中，腹腔注射马兜铃酸I（10 mg/kg/天，连续3天或5天）可诱导肾小管上皮细胞自噬（经电镜证实，且LC3II和Beclin 1蛋白水平升高）和凋亡。第5天，该治疗导致严重的肾小管间质损伤、肾功能显著下降（BUN和SCr升高），以及垂死肾小管上皮细胞中出现大量自噬溶酶体。 [3] 在同一小鼠模型中，在给予马兜铃酸I (AAI) 前1小时同时给予自噬抑制剂（3-甲基腺嘌呤 (3MA，30 mg/kg) 或氯喹 (CQ，60 mg/kg)），可增加AAI诱导的肾小管上皮细胞 (RTEC) 凋亡，该凋亡途径主要通过线粒体途径（细胞色素C和APAF-1水平升高），且在第3天和第5天均观察到此现象。然而，在第5天，这些抑制剂部分减轻了AAI诱导的严重肾小管间质损伤。[3]

BLCAP启动子活性分析[1]
将HEK293细胞（2 × 10⁵）接种于6孔板中，使用无血清培养基，借助Turbofect试剂将2 μg构建的报告质粒和0.05 μg pSV-β-半乳糖苷酶对照载体共转染至细胞中，然后在CO₂培养箱中培养6小时，之后更换为含10%血清的新鲜培养基。更换培养基24小时后，用不同浓度的马兜铃酸I（AAI）处理转染的HEK293细胞24小时。将培养物中的细胞用含有 25 mM Tris-磷酸盐（pH 7.8）、2 mM DTT、2 mM 1,2-二氨基环己烷-N′,N′,N′,N′-四乙酸、10% 甘油和 1% Triton X-100 的 1× 裂解试剂裂解，制备培养物的总蛋白提取物。离心（10,000 × g，5 分钟）后，取部分上清液进行荧光素酶检测。为了测定β-半乳糖苷酶活性，将另一部分蛋白液与等体积的2×测定缓冲液（底物ONPG（邻硝基苯基-D-吡喃半乳糖苷）1.33 mg/ml，200 mM磷酸钠缓冲液（pH 7.3），2 mM MgCl2和100 mM β-巯基乙醇）在37 °C下孵育30分钟。反应用碳酸钠终止，并使用Spectramax微孔板读数仪在420 nm处读取吸光度。为了消除转染率差异的影响，将荧光素酶活性数据标准化为β-半乳糖苷酶活性。

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基因组DNA分离和亚硫酸氢盐修饰[1]
使用WelPrep DNA分离试剂盒分离载体处理或马兜铃酸I (AAI)处理的HEK293细胞的基因组DNA。将5 μg基因组DNA溶于25 μl 0.01 M PBS缓冲液中，加入25 μl 0.4 N NaOH溶液，于55 °C变性20分钟。随后加入30 μl新鲜配制的10 mM羟基醌和520 μl 3 M pH 5.0的亚硫酸氢钠溶液，于55 °C孵育16小时。在此过程中，未甲基化的胞嘧啶残基转化为尿嘧啶，而甲基化的胞嘧啶残基保持不变。使用DNA纯化试剂盒纯化修饰后的DNA，然后在室温下用0.6 N NaOH溶液处理20分钟以终止反应。乙醇沉淀后，将亚硫酸氢钠修饰的DNA样品重悬于10 mM Tris-EDTA缓冲液中，并储存于−20 °C。

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亚硫酸氢盐基因组测序[1]
从溶剂或马兜铃酸I (AAI) 处理的培养物中获得的亚硫酸氢盐修饰DNA，经两轮PCR扩增。第一轮PCR使用引物bsp1F/bsp2R扩增区域1片段(R1)，使用引物bsp3F/bsp3R2扩增区域2片段(R2)。第二轮PCR使用嵌套引物(bsp1F/R、bsp2F/R和bsp3F/R)，反应在95℃下进行10分钟，然后进行35个循环，每个循环包括95℃ 30秒、60℃ 30秒和72℃ 30秒。 PCR产物bsp1、bsp2和bsp3分别克隆到pGEM-T Easy载体中，并对每个PCR产物的克隆进行测序，以评估每个CpG位点的甲基化状态。

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采用高效液相色谱法(HPLC)对生物样品中的马兜铃酸I及其代谢物8-羟基马兜铃酸(AAIa)进行定量分析。样品（血浆、肝脏、肾脏匀浆）经甲醇沉淀蛋白处理，并以吲哚美辛作为内标。分离在C18反相柱上进行。流动相为无水甲醇和0.1%乙酸水溶液（70:30 v/v），流速为0.8 mL/min。洗脱液在250 nm紫外波长下进行检测。[2]
为评估CYP1A诱导情况，采用荧光素酶报告基因检测法。将含有来自 CYP1A 增强子的异生素反应元件 (XRE) 的质粒 (pGL4.10-X1 或 pGL4.10-X2) 转染至人肝癌细胞系 (HepG2)。转染后，将细胞与马兜铃酸 I 或其他测试化合物（例如丹参酮 I、BNF）孵育 24 小时。然后裂解细胞，并使用双荧光素酶报告基因检测系统测定荧光素酶活性。萤火虫荧光素酶活性以海肾荧光素酶活性进行标准化。[2] 使用荧光素酶报告基因检测评估马兜铃酸 I 对 BLCAP 启动子活性的影响。将HEK293细胞与荧光素酶报告质粒（pGL3-BLCAP-Luc，包含不同长度的人BLCAP启动子）和β-半乳糖苷酶对照载体共转染。转染后，用AAI处理细胞。然后制备细胞裂解液，并使用荧光素酶检测试剂盒测定荧光素酶活性。β-半乳糖苷酶活性则使用以ONPG为底物的比色法单独测定，并将荧光素酶数据标准化至该活性，以校正转染效率的影响。[1]

细胞活力和生长分析[1]
细胞活力分析采用 MTT（3-(4,5-二甲基噻唑-2-基)-2,5-二苯基四唑溴化物）还原法，具体方法参照 Liu 等人 (2005) 的研究。简而言之，将 96 孔板中的人细胞单层用溶剂或不同浓度的马兜铃酸 I (AAI) 处理指定时间（1、3、6 和 24 小时）。随后，将培养物与含有 0.5 mg/ml MTT 的培养基在 37 °C 下孵育 3 小时。使用酶标仪在 570 nm 波长处测量吸光度。细胞生长分析中，将 HEK293/shLuc 或 HEK293/shBLCAP (1 × 10⁴) 细胞以三复孔接种于 24 孔板中，并在 37 °C 下培养 7 天。在指定时间，将三个独立孔中的细胞用胰蛋白酶消化，并用0.2%台盼蓝染色；使用血细胞计数器计数未染色的细胞，绘制生长曲线。

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迁移和侵袭实验[1]
将感染了含有shLuc（HEK293/shLuc）或shBLCAP质粒（HEK293/shBLCAP）的病毒的HEK293细胞培养于24孔板（3 × 10⁴ 个细胞/孔）中，孔内放置ThinCert™细胞培养插入片。进行侵袭实验前，将细胞插入片用100 μg/ml Matrigel包被。孵育16小时后，用棉签去除插入片膜上表面的细胞，并用甲醇固定插入片15分钟。将迁移或侵袭至膜下表面的细胞用0.01%结晶紫溶液染色，并在显微镜（200倍）下随机选取10个视野进行细胞计数。

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集落形成实验[1]
将HEK293/shLuc或HEK293/shBLCAP（3 × 10⁴个细胞）与1 ml含0.2%软琼脂的完全培养基混合，接种于含有1.5 ml含0.6%软琼脂的完全培养基的6孔板中。在37℃培养14天后，用0.005%结晶紫染色软琼脂中的菌落，并在显微镜（40倍）下随机选取10个视野，计数直径大于100 μm的菌落。

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采用MTT（3-(4,5-二甲基噻唑-2-基)-2,5-二苯基四唑溴化物）还原法评估细胞活力。将细胞（例如HEK293、HK-2、HT-1376）接种于96孔板中，并用溶剂或不同浓度的马兜铃酸I处理指定时间（1、3、6和24小时）。随后，将培养基更换为含MTT（0.5 mg/mL）的培养基，并在37℃下孵育3小时。将生成的甲臜晶体溶解，并使用微孔板读数仪在 570 nm 处测量吸光度。[1]
为了进行 BLCAP 蛋白的蛋白质印迹分析，将细胞在含有蛋白酶和磷酸酶抑制剂的 NETN 缓冲液中裂解。将蛋白裂解液通过 15% SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳分离，然后转移至 PVDF 膜。随后，将膜与 BLCAP 特异性一抗（1:500 稀释）或 GAPDH 特异性一抗（1:10000 稀释）在 4°C 下孵育过夜，之后与辣根过氧化物酶标记的二抗孵育。使用增强型化学发光检测系统检测蛋白信号。[1]
为了进行定量实时 PCR (qRT-PCR) 以检测 BLCAP mRNA，使用 TRIzol 试剂从细胞中提取总 RNA。使用 M-MLV 反转录酶和 oligo-(dT)18 引物，以总 RNA 为模板合成 cDNA。使用 SYBR Green I 预混液和 BLCAP 及 GAPDH（作为内参）特异性引物，在实时荧光定量 PCR 仪上进行 qPCR 反应。[1]
使用 BLCAP 敲低的 HEK293 细胞（HEK293/shBLCAP）进行迁移和侵袭实验。将细胞接种于 ThinCert™ 细胞培养插入板的上室。对于侵袭实验，插入板膜预先包被 Matrigel。孵育 16 小时后，去除膜上表面的细胞。将迁移或侵袭至膜下表面的细胞用甲醇固定，结晶紫染色，并在显微镜下随机选取 10 个视野（200 倍放大）进行计数。 [1]
使用 HEK293/shBLCAP 和 HEK293/shLuc（对照）细胞进行集落形成实验（非锚定依赖性生长）。将细胞与 0.2% 软琼脂混合于完全培养基中，并接种于 6 孔板中 0.6% 软琼脂的底层上。孵育 14 天后，用结晶紫染色直径大于 100 μm 的集落，并在显微镜下随机选取 10 个视野进行计数。[1]
为了研究自噬，对细胞或组织进行透射电镜处理。肾皮质样本用多聚甲醛和戊二醛固定，用四氧化锇后固定，用醋酸铀染色，脱水，并包埋于环氧树脂中。切取超薄切片进行分析，以观察自噬体（自噬体和自溶酶体）。[3]

根据Matsui等人报道的方法，建立并改进了急性马兜铃酸肾病（AAN）小鼠模型。共使用150只健康雌性BALB/c小鼠，体重约20 g。实验期间，小鼠可自由摄取SPF级实验室饲料和蒸馏水，饲养于温度（25 °C）、湿度稳定且光照/黑暗周期（12:12 h）恒定的环境中。适应环境5天后，将体重匹配的小鼠随机分为六组，分别在两个时间点进行实验（对照组、3MA组、磷酸氯喹/CQ组、马兜铃酸I（AAI）组、3MA+AAI组、CQ+AAI组，分别处理3天或5天）。小鼠分别腹腔注射马兜铃酸I (AAI)（10 mg/kg/天），每日一次，连续3天或5天。3MA + AAI组和CQ + AAI组的小鼠分别在注射AAI前1小时腹腔注射3MA（30 mg/ml，溶于37℃生理盐水）和CQ（60 mg/ml，溶于生理盐水），每日一次，连续3天或5天。对照组、3MA组和CQ组分别注射PEG400生理盐水、3MA和CQ。给药3天或5天后，每个时间点每组随机选取12只小鼠处死：先通过眼球摘除采集血液，然后采用颅颈脱臼法处死小鼠。随后取出肾脏进行组织学分析、蛋白质印迹、免疫组织化学和透射电镜检测。[3]

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将马兜铃酸I (AAI) 粉末溶解于PEG400中，配制成20 mg/ml的储备液，使用前用生理盐水稀释至10 mg/ml的最终浓度。

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研究1：使用雄性C57BL/6小鼠（6-7周龄，20-22 g）。为评估保护作用，将小鼠分组。对照组腹腔注射玉米油，连续4天。 AAI组于第4天腹腔注射单次马兜铃酸I（10 mg/kg）。丹参酮I+AAI组连续3天每日腹腔注射丹参酮I（30或60 mg/kg），随后于第4天腹腔注射单次AAI（10 mg/kg）。为评估酶诱导情况，另一组小鼠连续3天每日腹腔注射丹参酮I（60或120 mg/kg）。为研究药代动力学，部分组小鼠连续3天每日腹腔注射丹参酮I（60或120 mg/kg），随后于第4天腹腔注射单次AAI（10 mg/kg）。在AAI注射后不同时间点，通过尾部采血采集血样绘制药物浓度-时间曲线。在AAI注射后30分钟采集组织样本用于药物分布分析。所有动物均饲养于特定病原体清除（SPF）条件下，温度控制在22±1℃，湿度控制在55±5%，并保持12小时光照/12小时黑暗的昼夜节律。[2]
研究2：采用雌性BALB/c小鼠（约20 g）构建急性马兜铃酸肾病模型。将马兜铃酸I粉末溶于PEG400中配制成储备液（20 mg/mL），使用前用生理盐水稀释至终浓度10 mg/mL。小鼠随机分为六组（对照组、3MA组、CQ组、AAI组、3MA+AAI组、CQ+AAI组），分别连续治疗3天或5天。AAI组每日腹腔注射一次AAI（10 mg/kg/天）。 3MA+AAI组和CQ+AAI组分别在AAI注射前1小时腹腔注射3MA（30 mg/kg，溶于37℃生理盐水）或CQ（60 mg/kg，溶于生理盐水）。对照组注射PEG400生理盐水。给药3天或5天后，处死小鼠。采集血液进行血清指标分析（BUN、SCr），并取出肾脏进行组织学分析、Western blot、免疫组织化学和透射电镜检查。[3]

代谢/代谢物
口服后，马兜铃酸被吸收。它代谢为马兜铃内酰胺，后者进一步代谢为环状 N-酰基氮杂环戊二酸根离子，这是一种活性中间体，可以与 DNA 中的嘌呤碱基（腺嘌呤和鸟嘌呤）形成加合物（dA-AAI、dG-AAI、dA-AAII 和 dG-AAII）。多种细胞质和微粒体酶（CYP1A1、CYP1A2、NADPH:CYP还原酶、前列腺素H合成酶、DT-二氢黄素酶、黄嘌呤氧化酶、环氧合酶和NAD(P)H:醌氧化还原酶）可将马兜铃酸生物活化为活性形式。

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在雄性C57BL/6小鼠中，预先给予丹参酮I（60 mg/kg，腹腔注射，每日一次，连续3天）可显著改变单次腹腔注射马兜铃酸I（10 mg/kg）的药代动力学参数。与仅使用 AAI 的组（Cmax：14.35±0.32 μg/mL；Tmax：10.0±0 分钟；AUC：805.73±9.89 分钟·μg/mL；t1/2：51.17±0.15 分钟）相比，丹参酮 I 预处理组的 Cmax（13.00±1.63 μg/mL）和 AUC（707.59±30.07 分钟·μg/mL）均有所下降，而 t1/2（57.82±4.70 分钟）略有上升。当丹参酮I剂量增加（120 mg/kg）时，观察到进一步的变化：Cmax（10.43±1.98 μg/mL）、Tmax（8.7±2.5 min）、AUC（633.10±14.92 min·μg/mL）和t1/2（70.03±18.86 min）。[2] 在同一小鼠模型中，预先给予丹参酮I（60或120 mg/kg，腹腔注射，每日一次，连续3天）后，注射马兜铃酸I（AAI）30分钟后，肝脏和肾脏中马兜铃酸I的水平降低。其代谢产物AAIa在这些组织中的含量也降低。[2]

毒性概述
摄入的马兜铃酸 (AA) 代谢物与 DNA 结合的致癌和致突变作用已在体外和体内得到广泛描述，因此 AA 被归类为基因毒性致癌物。在确诊良性肾病 (BEN) 患者的肾皮质和尿路上皮肿瘤组织中发现了 AA 衍生的 DNA 加合物，这与 p53 肿瘤抑制基因突变谱中 A:T 到 T:A 颠换占主导地位有关。(A15444) AA 是一种肾毒性和致癌化合物，已证实其在体外和体内具有基因毒性和致突变性。肾毒性化合物马兜铃酸在啮齿动物和人类之间的毒性和致癌性表明其作用机制具有物种依赖性。 AA 对原代人细胞、猪细胞和 NRK-52E 大鼠细胞系的细胞周期在暴露 48 小时后产生相似的影响，NRK-52E 细胞中 3H-胸苷掺入量的减少证实了这一点。此外，在原代猪细胞中观察到 DNA 解旋，表明 DNA 损伤增强。

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急性效应
人 LD50 3 mg/kg，每 2 天静脉注射，肾脏、输尿管和膀胱：肾小管改变（包括急性肾衰竭、急性肾小管坏死），《癌症化疗报告》，42(35)，1964
大鼠 LD50 184 mg/kg，口服，行为：嗜睡（总体活动减少）；行为：共济失调；肺、胸膜或呼吸系统：呼吸困难，《毒理学档案》，59(328)，1987 [PMID:3579596]
大鼠静脉注射LD50为74 mg/kg，行为：嗜睡（整体活动抑制）；行为：共济失调；肺、胸膜或呼吸系统：呼吸困难，《毒理学档案》，59(328)，1987 [PMID:3579596]
小鼠口服LD50为55900 ug/kg，行为：嗜睡（整体活动抑制）；行为：共济失调；肺、胸膜或呼吸道：呼吸困难，《毒理学档案》，59(328)，1987 [PMID:3579596] 小鼠腹腔注射LD50为14320 μg/kg，《广西医学杂志》，(6)(2)，1981

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在人胚肾细胞 (HEK293) 中，用浓度高达150 μM的马兜铃酸I处理24小时后，才观察到细胞活力显著降低。在人近端肾小管上皮细胞 (HK-2) 中，阈值为200 μM，处理24小时；在膀胱癌细胞 (HT-1376) 中，即使在200 μM浓度下，也未观察到显著降低。 [1] 在雌性 BALB/c 小鼠模型中，腹腔注射马兜铃酸 I（10 mg/kg/天，连续 5 天）可诱发严重的急性肾小管坏死，表现为血清肌酐水平为 99.4 ± 14.0 μmol/L（对照组为 2.3 ± 0.7 μmol/L），血尿素氮水平为 12.9 ± 1.9 mmol/L（对照组为 6.6 ± 0.9 mmol/L）。组织学检查显示大量脱落坏死的肾小管细胞、扩张的肾小管以及基底膜裸露，且急性肾小管坏死评分随刺激时间的延长而升高。[3]

[1]. Aristolochic acid I interferes with the expression of BLCAP tumor suppressor gene in human cells. Toxicol Lett. 2018 Jul;291:129-137.

[2]. Tanshinone I protects mice from aristolochic acid I-induced kidney injury by induction of CYP1A. Environ Toxicol Pharmacol. 2013 Nov;36(3):850-7.

[3]. Autophagy inhibitors promoted aristolochic acid I induced renal tubular epithelial cell apoptosis via mitochondrial pathway but alleviated nonapoptotic cell death in mouse acute aritolochic acid nephropathy model. Apoptosis. 2014 Aug;19(8):1215-24.

马兜铃酸A是菲-1-羧酸的衍生物，其3位和4位分别连接有亚甲二氧基，8位连接有甲氧基，10位连接有硝基。它是含量最丰富的马兜铃酸，几乎存在于所有马兜铃属植物中。它曾被用于治疗多种炎症性疾病，主要见于中医和民间疗法。然而，由于其具有致癌性和肾毒性，其应用仍存在争议。它具有多种作用，包括肾毒性、致癌性、致突变性、毒性以及代谢产物的产生。它是一种单羧酸、C-硝基化合物、环状缩醛、有机杂四环化合物和芳香醚，属于马兜铃酸类化合物。据报道，马兜铃酸存在于马兜铃（Aristolochia tuberosa）、四棱防己（Stephania tetrandra）以及其他具有相关数据的生物体中。
马兜铃酸是一类致癌、致突变和肾毒性化合物，常见于马兜铃科植物中，包括马兜铃属（Aristolochia）和细辛属（Asarum，又名野姜）等，这些植物在中药中应用广泛。马兜铃酸I是含量最丰富的马兜铃酸，几乎存在于所有马兜铃属植物中。马兜铃酸通常与马兜铃酸内酰胺类化合物共存。
另见：四棱防己根（部分）。总之，AAI处理显著抑制了肾细胞癌和膀胱癌细胞中BLCAP的表达，而siRNA介导的BLCAP敲低成功导致了HEK 293细胞的恶性转化。然而，BLCAP是否在AAI相关的致癌作用中发挥作用，尚需进一步研究。[1]

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马兜铃酸I是一种存在于马兜铃属和细辛属多种草本植物中的植物化合物。它与进行性肾脏疾病（马兜铃酸肾病，AAN）和人类尿路上皮癌的发生有关。长期接触也被认为是巴尔干地方性肾病（BEN）及其相关癌症的危险因素。[1]
人们普遍认为，马兜铃酸I的致突变和致癌作用是由AA-DNA加合物的形成触发的。[1]
BLCAP基因是一种肿瘤抑制基因，其表达受AAI下调。在HEK293细胞中，BLCAP的下调（通过shRNA）促进了恶性转化（迁移、侵袭、增殖和非锚定依赖性生长），提示BLCAP可能在介导AAI相关的致癌过程中发挥作用。[1]
在急性AAN小鼠模型中，马兜铃酸I通过线粒体途径诱导自噬，作为一种对抗细胞凋亡的保护机制。然而，持续刺激下，过度自噬导致非凋亡性细胞死亡（可能是自噬性细胞死亡）。这表明自噬在AAI诱导的损伤中扮演着“双刃剑”的角色。[3]

C17H11NO7

341.27

341.053

C, 59.83; H, 3.25; N, 4.10; O, 32.82

313-67-7

313-67-7

2236

Light yellow to orange solid powder

1.6±0.1 g/cm3

615.5±55.0 °C at 760 mmHg

260 °C

326.0±31.5 °C

0.0±1.9 mmHg at 25°C

1.747

3.41

110.81

1

7

2

25

550

0

COC1=CC=CC2=C3C(=C(C=C21)[N+](=O)[O-])C(=CC4=C3OCO4)C(=O)O

BBFQZRXNYIEMAW-UHFFFAOYSA-N

InChI=1S/C17H11NO7/c1-23-12-4-2-3-8-9(12)5-11(18(21)22)14-10(17(19)20)6-13-16(15(8)14)25-7-24-13/h2-6H,7H2,1H3,(H,19,20)

8-methoxy-6-nitronaphtho[2,1-g][1,3]benzodioxole-5-carboxylic acid

Aristolochin; Birthwort; NSC-11926; NSC11926; Aristolochic acid; Aristolochic acid A; 313-67-7; Aristolochic acid I; Tardolyt; Aristolochin; Aristolochic acid-I; Birthwort; NSC 11926; NSC-50413; NSC 50413; NSC50413; TR-1736; Aristolochic acid I; Tardolyt ; AristA; Aristolochic acid A

2934.99.9001

Powder      -20°C    3 years

                     4°C     2 years

In solvent   -80°C    6 months

                  -20°C    1 month

注意： 本产品在运输和储存过程中需避光。

Room temperature (This product is stable at ambient temperature for a few days during ordinary shipping and time spent in Customs)

DMSO: 16.7~34 mg/mL (48.9~99.6 mM)

配方 1 中的溶解度: ≥ 2.08 mg/mL (6.09 mM) (饱和度未知) in 10% DMSO + 40% PEG300 +5% Tween-80 + 45% Saline (这些助溶剂从左到右依次添加，逐一添加), 澄清溶液。
例如，若需制备1 mL的工作液，可将100 μL 20.8 mg/mL澄清DMSO储备液加入400 μL PEG300中，混匀；然后向上述溶液中加入50 μL Tween-80+，混匀；加入450 μL生理盐水定容至1 mL。
*生理盐水的制备：将 0.9 g 氯化钠溶解在 100 mL ddH₂O中，得到澄清溶液。

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请根据您的实验动物和给药方式选择适当的溶解配方/方案：
1、请先配制澄清的储备液(如：用DMSO配置50 或 100 mg/mL母液(储备液));
2、取适量母液，按从左到右的顺序依次添加助溶剂，澄清后再加入下一助溶剂。以 下列配方为例说明 (注意此配方只用于说明，并不一定代表此产品 的实际溶解配方):
10% DMSO → 40% PEG300 → 5% Tween-80 → 45% ddH2O (或 saline);
假设最终工作液的体积为 1 mL, 浓度为5 mg/mL: 取 100 μL 50 mg/mL 的澄清 DMSO 储备液加到 400 μL PEG300 中，混合均匀/澄清；向上述体系中加入50 μL Tween-80，混合均匀/澄清；然后继续加入450 μL ddH2O (或 saline)定容至 1 mL；
3、溶剂前显示的百分比是指该溶剂在最终溶液/工作液中的体积所占比例;
4、 如产品在配制过程中出现沉淀/析出，可通过加热(≤50℃)或超声的方式助溶;
5、为保证最佳实验结果，工作液请现配现用！
6、如不确定怎么将母液配置成体内动物实验的工作液，请查看说明书或联系我们;
7、 以上所有助溶剂都可在 Invivochem.cn网站购买。