Excitatory amino acid transporter-1/2/3； EAAT-1/2/3

DL-TBOA 处理（70-350 μM；48 小时；HCT116 和 LoVo 细胞系）以浓度依赖性方式增加 SN38 诱导的活力损失。 DL-TBOA 可逆转奥沙利铂引起的活力丧失[4]。用 DL-TBOA（350 μM；24 小时）处理的 HCT116 和 LoVo 细胞系显示 SN38 和奥沙利铂引起的 p53 诱导减少 [4]。

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DL-苏-β-苄氧基天冬氨酸（DL-TBOA）是一种新型的DL-苏-β-羟基天冬氨酸衍生物，已被合成并检测为钠依赖性谷氨酸/天冬氨酸转运蛋白的抑制剂。DL-TBOA抑制表达人兴奋性氨基酸转运蛋白-1（EAAT1）（Ki=42微M）的COS-1细胞对[14C]谷氨酸的摄取，其效力几乎与DL-苏-β-羟基天冬氨酸（Ki=58微M）相同。关于人类兴奋性氨基酸转运蛋白-2（EAAT2），DL-TBOA（Ki=5.7微M）的抑制作用比二氢红藻氨酸（Ki=79微M）强得多，后者是众所周知的该亚型的选择性阻断剂。在电生理学上，DL-TBOA在表达人EAAT1或EAAT2的非洲爪蟾卵母细胞中没有诱导可检测到的内向电流。然而，它显著降低了谷氨酸诱导的电流，表明可以防止转运。添加DL-TBOA后，谷氨酸的剂量反应曲线发生了偏移，而最大电流没有显著变化。在X.laevis卵母细胞中表达的人EAAT1和EAAT2的Kb值分别为9.0微M和116 nM。这些结果表明，DL-TBOA是迄今为止最有效的谷氨酸转运体竞争性阻断剂。DL-TBOA对离子型或代谢型谷氨酸受体均未显示出任何显著影响。此外，DL-TBOA在化学上比其苯甲酰类似物更稳定，苯甲酰是一种先前报道的兴奋性氨基酸转运蛋白阻断剂；因此，DL-TBOA应该是研究转运蛋白生理作用的有用工具。[1]

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我们使用谷氨酸摄取抑制剂DL-苏-β-苄氧基天冬氨酸（DL-TBOA）来确定谷氨酸转运体在调节细胞外谷氨酸浓度中的作用。通过使用修补的CA3海马神经元的N-甲基-D-天冬氨酸受体作为“谷氨酸传感器”，我们观察到将TBOA应用于器官型海马切片会导致细胞外谷氨酸浓度迅速增加。这种增加是钙（2+）非依赖性的，在河豚毒素存在的情况下观察到。此外，当摄取受到抑制时，梭菌毒素预防囊泡谷氨酸释放不会影响谷氨酸的积累。然而，抑制谷氨酰胺合酶会增加细胞外谷氨酸的积累速度，表明胶质谷氨酸储存可以作为这一过程的来源。TBOA阻断星形胶质细胞中的突触诱发转运蛋白电流，而不诱导由谷氨酸转运蛋白介导的电流。这表明这种抑制剂不可运输，也不会通过异交换释放谷氨酸。这些结果表明，在基础条件下，谷氨酸转运体的活性补偿了谷氨酸从细胞内室持续、无泡释放。因此，转运蛋白活性的急性破坏会立即导致细胞外谷氨酸的大量积累。[2]

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D、 L-苏-β-苄氧基天冬氨酸（DL-TBOA）是一种具有大取代基的苏-β羟基天冬氨酸类似物，是兴奋性氨基酸转运蛋白EAAT1、2和3的强效不可转运阻断剂，而L-苏-α-甲氧基天冬氨基酸（L-TMOA）是EAAT2的阻断剂，但也是EAAT1和EAAT3的底物。为了表征这些THA类似物的作用以及EAAT4和EAAT5的功能，我们对爪蟾卵母细胞上表达的EAAT4或EAAT5进行了电生理分析。在表达EAAT4的卵母细胞中，D，L-TBOA是一种不可运输的阻断剂，而L-TMOA样D，L-THA是一种竞争性底物。相比之下，D、L-THA、DL-TBOA和L-TMOA都强烈减弱了EAAT5产生的谷氨酸诱导电流。其中，L-TMOA的抑制作用最强。此外，D、L-THA、DL-TBOA和L-TMOA本身在负电位下引发外向电流，在正电位下保持内向电流，这表明D、L-TB OA和L-TMA以及D、L-TH不仅充当不可运输的阻断剂，而且阻断EAAT5漏电流。这些结果表明，EAAT 4和5对THA类似物显示出不同的敏感性，尽管它们具有谷氨酸门控氯通道的特性[3]。

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在SN38抗性HCT116和LoVo细胞中，SLC1A1在mRNA和蛋白质水平上的表达分别下调了约60%和上调了约4倍，而SLC1A3蛋白则无法检测到。SLC1A1表达的变化伴随着DL-Threo-β-苄氧基天冬氨酸（DL-TBOA）敏感、UCPH101不敏感的[（3）H]-D-天冬氨酸摄取的平行变化，这与SLC1A1（或其他家族成员）活性的增加相一致，但与SLC1A3活性的增加无关。DL-TBOA联合治疗浓度依赖性地增加了SN38诱导的HCT116和LoVo细胞存活率的损失，同时强烈抵消了奥沙利铂诱导的损失。这既没有反映奥沙利铂转运蛋白Cu（2+）-转运蛋白-1（CTR1）表达的改变，也没有反映细胞还原型谷胱甘肽（GSH）的变化，尽管HCT116细胞耐药性本身与细胞GSH的增加有关。DL-TBOA没有显著改变p21、切割的PARP-1或磷酸化视网膜母细胞瘤蛋白的细胞水平，但改变了SLC1A1的亚细胞定位，并减少了化疗诱导的p53诱导。 结论：SN38耐药CRC细胞SLC1A1表达和谷氨酸转运体活性发生改变。重要的是，非选择性谷氨酸转运体抑制剂DL-TBOA减少了化疗诱导的p53诱导，增加了SN38诱导的CRC细胞死亡，同时减轻了奥沙利铂诱导的死亡。这些发现可能为治疗耐药性CRC提供新的治疗选择[4]。

DL-TBOA（10 nmol；icv，大鼠）显着增强纳洛酮诱导的躯体症状和条件性位置厌恶的表现[5]。

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有大量证据表明中枢谷氨酸能系统参与了吗啡依赖。在这项研究中，我们研究了侧脑室内（i.c.v.）注射强效谷氨酸转运体抑制剂DL-苏-β-苄氧天冬氨酸（DL-TBOA）对大鼠急性吗啡诱导的镇痛、吗啡戒断的躯体和负面情感成分的表达以及吗啡诱导的条件性位置偏好的影响。静脉注射DL-TBOA（10 nmol）对新生大鼠没有影响吗啡的急性镇痛作用。对吗啡依赖大鼠静脉注射DL-TBOA（10 nmol）显著促进了纳洛酮诱发的躯体体征和条件性场所厌恶的表达。DL-TBOA（3和10 nmol）显著促进了吗啡诱导的条件性位置偏好的获得。DL-TBOA本身在幼稚大鼠中既不产生条件性位置厌恶，也不产生位置偏好。这些结果表明，中枢谷氨酸转运体在吗啡戒断的躯体和负面情感成分的表达以及吗啡的强化作用中起着抑制作用。[5]

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静脉注射DL-TBOA对吗啡镇痛作用的影响[5]
在未植入任何颗粒的幼年大鼠中研究了静脉注射dl-TBOA对吗啡急性镇痛作用的影响（图1）。在静脉注射载体治疗的大鼠中，皮下注射3mg/kg剂量的吗啡显著提高了机械性伤害感受阈值，在皮下注射后30分钟达到峰值，150分钟消失，而0.5mg/kg剂量没有或轻微提高伤害感受阈值。静脉注射DL-TBOA（10nmol）不会改变静脉注射后10分钟的机械伤害感受阈值（就在皮下注射吗啡之前），也不会改变0.5mg/kg（F（1117）=0.52，P=0.47）和3mg/kg（F。

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静脉注射DL-TBOA对纳洛酮诱发的吗啡戒断引起的躯体体征表达的影响[5]
在静脉注射载体的安慰剂颗粒植入的幼年大鼠中，静脉注射纳洛酮（0.1mg/kg）没有引起任何特征性的躯体体征。在静脉注射载体的吗啡依赖大鼠中，静脉注射纳洛酮会诱发特征性的躯体体征。单因素方差分析显示，初治大鼠和吗啡依赖大鼠在体重减轻（F（1,12）=12.37，P<0.01）和牙齿抖动（F（1,1,12）=9.20，P<0.05）方面存在显著差异。静脉注射DL-TBOA（1、3和10 nmol）剂量依赖性地促进了纳洛酮诱发的吗啡戒断引起的各种躯体体征。单因素方差分析显示，dl-TBOA显著增加了拉伸（F（3,24）=3.59，P<0.05）、湿狗抖动（F（3,4-）=3.87，P<0.05），牙齿抖动（F。然而，dl-TBOA对体重减轻、跳跃、抖爪、摇头、倒退行走、腹泻、流泪和上睑下垂等其他躯体体征没有显著影响。dl-TBOA（10 nmol）的促进作用在腹腔注射纳洛酮后0-45分钟观察到，并在疗程结束时消失（数据未显示）。在吗啡依赖大鼠中，腹腔注射生理盐水而不是纳洛酮，在安慰剂颗粒植入的未成年大鼠中（腹腔注射纳洛酮），静脉注射dl-TBOA（10nmol）没有产生躯体体征（表1）。

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静脉注射DL-TBOA对纳洛酮诱发的吗啡戒断诱导的条件性场所厌恶的影响[5]
在静脉注射赋形剂的吗啡依赖大鼠中，与预处理阶段相比，静脉注射纳洛酮（0.003 mg/kg）不会改变测试阶段在纳洛酮配对室中花费的时间，厌恶评分为-10±22秒。静脉注射DL-TBOA（3和10 nmol）降低了吗啡依赖大白鼠的厌恶评分（分别为-17±18和-92±25秒）。单因素方差分析显示，各组之间存在显著差异（F（2,33）=4.32，P<0.05）。Student-Newman-Keuls测试的事后比较显示，与赋形剂的效果相比，dl-TBOA在10 nmol而非3 nmol的剂量下，显著促进了纳洛酮诱发的吗啡戒断诱导的条件性场所厌恶（P<0.05）。然而，无论是腹腔注射生理盐水而不是纳洛酮的吗啡依赖大鼠，还是腹腔注射纳洛酮的安慰剂颗粒植入的幼稚大鼠，静脉注射dl-TBOA（10 nmol）都没有改变厌恶评分（分别为-10±19和-9±22秒）（图2）。

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静脉注射DL-TBOA对吗啡诱导的条件性位置偏好的影响[5]
在静脉注射赋形剂的大鼠中，吗啡（0.5 mg/kg）配对组的偏好评分为52±57秒，略高于生理盐水配对对照组（-6±69秒），尽管没有显著差异。静脉注射dDL-TBOA（3和10 nmol）剂量依赖性地增加了偏好评分（分别为199±20和243±50秒）。单因素方差分析显示，各组之间存在显著差异（F（2,19）=4.78，P<0.05）。事后比较显示，与赋形剂的效果相比，dl-TBOA在3和10 nmol的剂量下显著促进了吗啡诱导的条件性位置偏好（P<0.05）。然而，在盐水配对对照组中，dl-TBOA（10 nmol）没有改变偏好评分（-18±36秒）（图3）。

电生理记录。[2]
在体外培养12-25天后，将培养物转移到安装在立式显微镜载物台上的记录室中，并用含有137 mM Na+、2.7 mM K+、146.2 mM Cl−、2.8 mM Ca2+、0.5 mM Mg2+、11.6 mM HCO3、0.4 mM H2PO4和5.6 mM d-葡萄糖的外部溶液（31°C，pH 7.4）稀释。使用装有122.5 mM葡萄糖酸Cs/10 mM Hepes/8 mM NaCl/10 mM 1,2-双（2-氨基苯氧基）乙烷-N，N，N′，N′-四乙酸盐（BAPTA）的贴片移液管（2-5 MΩ）从CA3锥体细胞和CA3辐射层星形胶质细胞中获得膜片钳记录。细胞保持在+40 mV，如果保持电流稳定且小于600 pA，接入电阻为8至16 MΩ，则认为是可接受的。在实验过程中，通过施加+10或-10 mV的0.4 s电压命令来评估输入电阻。如图所示，通过压力喷射在局部施加l-谷氨酸。用梭菌毒素[肉毒杆菌A（BoNT A）和破伤风（TeNT）毒素；100 ng/ml]处理的培养物及其各自的对照物在无血清培养基中孵育3天。

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电生理分析[3]
将使用T7 RNA聚合酶从线性化的pOTV-EAAT4或-EAAT5转录的带帽RNA显微注射到脱卵IV期或V期卵母细胞中（约10ng/卵母细胞）（Fairman等人，1995；Arriza等人，1997）。卵母细胞在17°C下保存2-8天。使用具有Digidata 1200接口的GeneClamp 500放大器进行了两次微电极电压钳记录。pClamp7程序套件（Axon Instruments）和Mac Lab用于控制刺激参数和数据采集。电流在10Hz和2之间进行低通滤波 kHz，以1到5的速率数字化 kHz.微电极填充了3 m KCl（电阻< 1 MΩ).ND 96记录溶液含有96 mm氯化钠，2 氯化钾，1.8毫米 mm氯化钙，1 mm氯化镁和5 mm HEPES（pH值 7.5). 使用以下方案研究了EAAT4或EAAT5电流的电压依赖性。卵母细胞保持在-60 mV，步长为10 125的mV增量 ms测试电位范围为-90至+ 80 在每次测试电位跳跃结束时测量稳态电流。药物诱发电流是通过从药物试验中减去对照试验来确定的（ Idrug − Icontrol）。

细胞活力测定[4]
细胞类型： 测试的 HCT116 和 LoVo 细胞系
测试浓度： 70 μM、350 μM
孵育持续时间：48 小时
实验结果：增强 SN38 诱导的细胞死亡，并抵消奥沙利铂诱导的细胞死亡。

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细胞活力测定[4]
细胞类型： 测试的 HCT116 和 LoVo 细胞系
测试浓度： 350 μM
孵育持续时间：24小时
实验结果：SN38和奥沙利铂对p53的诱导减少。

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细胞活力测定[4]
将细胞以适当的密度（LoVo 10000和HCT116 5000个细胞/100μl）接种在96孔板的生长培养基中。第二天，在生长培养基中用总体积为200μl的抑制剂和/或化疗处理细胞，并在37°C、5%CO2下孵育48小时。在生长培养基中用100μl 0.5 mg/ml 3-（4,5-二甲基噻唑-2-基）-2,5-二苯基溴化四唑（MTT）代替培养基。1.5-2.5小时后，通过加入100μl 20%SDS的0.02 M HCl溶液停止反应，并孵育过夜，使细胞和甲氮晶体完全裂解。在550 nm处用ELISA平板读数器测量吸光度。数据减去背景，计算相对于对照的存活率百分比。

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使用OPERA高通量共聚焦细胞计数[4]
在实验前一天将细胞接种在96孔板中。按指示用化疗和/或抑制剂处理细胞并孵育48小时。吸出培养基，在冰冷的PBS中轻轻洗涤细胞，用2%多聚甲醛固定，在PBS中洗涤，用DAPI孵育5分钟对细胞核进行染色。使用OPERA高通量显微镜扫描板。基于每孔100个点，使用专有的OPERA软件进行细胞核计数，并将未处理细胞的细胞计数作为对照。

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[3H]-D-Asp摄取试验[4]
基本上进行了[3H]-D-Asp摄取测定。简而言之，将细胞分裂成聚-D-赖氨酸涂层的白色96孔板。HCT116亲本、HCT116-SN38和HCT116-Oxa细胞系接种了相似数量的细胞（7× 104 细胞/孔）和LoVo亲本、LoVo-SN38和LoVo-Oxa细胞系（6× 104 细胞/孔）。16-24小时后，吸出培养基，用100μl测定缓冲液（Hank's缓冲盐水溶液，补充了20 mM HEPES、1 mM CaCl2和1 mM MgCl2，pH 7.4）洗涤细胞一次。加入50μl补充有100 nM[3H]-D-Asp和所示测试化合物的测定缓冲液，并将平板在37°C下孵育6分钟。在含有3 mM l-谷氨酸的孔中测定非特异性[3H]-D-Asp摄取。快速取出测定混合物，用2 × 100 μl冰冷的测定缓冲液，然后加入150μl Microscint™20闪烁液。将平板摇动1小时，并在Wallac 1450 MicroBeta Trilux闪烁计数器中计数。

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细胞谷胱甘肽水平的测定[4]
将细胞接种在24孔板中（每孔104个细胞），第二天用化疗和/或DL-TBOA处理并孵育24小时。取出培养基，用冰冷的PBS洗涤细胞两次，取出PBS，每孔加入500μl冰冷的1%磺基水杨酸。细胞在冰上孵育至少10分钟。离心（1分钟，15000 g）后，使用10μl裂解物测定总GSx含量。为了测量GSSG含量，将130μl样品与55μl 0.2 M Tris（pH 9）和5μl 2-乙烯基吡啶混合。小心地涡旋试管，并在室温下孵育至少1小时。首先将10μl该混合物与90μl水在96孔板中混合，然后与反应混合物（0.1 M磷酸钠缓冲液pH 7.5，含有1 mM EDTA、10 mM NADPH、10 mM DTNB和0.05μl谷胱甘肽还原酶，2U/μl）混合。在405nm吸光度下，在ELISA平板阅读器中每30秒进行一次测量，持续10分钟。GSH值是通过从GSx值中减去GSSG值获得的。

动物/疾病模型：雄性SD（Sprague-Dawley）大鼠（180-250 g）[5]
剂量：1 nmol、3 nmol、10 nmol
给药途径：脑室内注射（icv）
实验结果：剂量依赖性地增强了纳洛酮（0.1 mg/kg）诱发的各种躯体症状。\n

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\n\n手术和脑室内给药[5]
\n在硫喷妥钠（50 mg/kg，腹腔注射）麻醉下，将一根不锈钢引导套管（外径0.7 mm）植入右侧，坐标为前囟后方0.8 mm、中线外侧1.5 mm、下方2.0 mm。根据 Paxinos 和 Watson (1998) 的颅骨图谱，对颅骨表面进行解剖。术后，将大鼠单独放回笼中，至少恢复 5 天后再进行实验。在腹腔注射纳洛酮或皮下注射吗啡前 10 分钟，脑室内注射 DL-TBOA 或载体。将注射套管（外径 0.35 mm）连接到引导套管，并插入右侧脑室，套管插入点位于颅骨表面下方 5.0 mm 处。使用微量输液泵以 5 μl/30 s 的恒定速率进行脑室内注射，注射量为 5 μl。注射套管在原位停留 30 秒以防止回流。注射过程中，实验人员轻轻地固定动物。由于在初步实验中，对未经处理的大鼠进行脑室内注射 30 nmol 的 DL-TBOA 后，立即或很快出现易激惹、运动过度兴奋和/或惊厥，因此我们使用了低于 10 nmol 的剂量。脑室内注射 10 nmol 的 DL-TBOA（而非 1 nmol 或 3 nmol）可在某些大鼠中引起磨牙和/或被动（对抓握的挣扎反应消失），尽管这些行为在几分钟内消失（实验者观察）。\n

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\n\n伤害性阈值的测定[5]
\n使用带有楔形活塞的镇痛仪进行爪压试验来评估机械性伤害性阈值。将活塞放置在后爪腹侧。以 32 g/s 的速率施加压力。引起爪缩回的压力被确定为伤害性阈值。为了使动物适应该操作，每天进行三次测量。适应两天后，再进行两次适应性操作，并测量阈值，所得数值作为对照。对照组的伤害性阈值为 194.3±3.4 g (n=33)。测量对照值后，立即脑室内注射溶剂或 DL-TBOA (10 nmol)。10 分钟后，再次测量伤害性阈值（零时点），然后皮下注射吗啡（0.5 和 3 mg/kg）。然后，分别在 15、30、45、60、90、120 和 150 分钟时测量阈值。\n

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\n\n纳洛酮诱发吗啡戒断症状的测量[5]
\n纳洛酮诱发吗啡戒断症状的测量方法参照先前报道（Nakagawa 等，2000）并稍作修改。第一天（第 1 天），在轻度乙醚麻醉下，将吗啡缓释片植入大鼠颈背部。24 小时后（第 2 天），再次植入吗啡缓释片。72 小时后（第 5 天），将每只大鼠放入有机玻璃圆筒中，使其适应实验环境。经过30分钟的适应期后，脑室内注射DL-TBOA（1、3和10 nmol）或溶剂。脑室内注射10分钟后，腹腔注射纳洛酮（0.1 mg/kg），无需取出植入的缓释片。据报道，该剂量的纳洛酮可适度诱发吗啡依赖性大鼠的躯体症状（Higgins和Sellers，1994；Le Guen等，2001）。随后，立即将大鼠放回圆筒中，每5分钟观察一次行为，持续1小时。在注射纳洛酮前和注射后1小时测量体重，结果以体重减轻百分比的平均值±标准误（SEM）表示。统计伸展、抖动、磨牙、跳跃、摇爪、摇头、射精和后退行走的次数，数据以总数的平均值±标准误（SEM）表示。对腹泻、流涎、流泪、流鼻涕和眼睑下垂的发生情况进行监测，结果以出现阳性症状的大鼠数量占受试大鼠总数的比例表示。

[1]. DL-threo-beta-benzyloxyaspartate, a potent blocker of excitatory amino acid transporters. Mol Pharmacol. 1998 Feb;53(2):195-201.

[2]. Inhibition of uptake unmasks rapid extracellular turnover of glutamate of nonvesicular origin. Proc Natl Acad Sci U S A. 1999 Jul 20;96(15):8733-8.

[3]. Effects of threo-beta-hydroxyaspartate derivatives on excitatory amino acid transporters (EAAT4 and EAAT5). J Neurochem. 2001 Oct;79(2):297-302.

[4]. The glutamate transport inhibitor DL-Threo-β-Benzyloxyaspartic acid (DL-TBOA) differentially affects SN38- and oxaliplatin-induced death of drug-resistant colorectal cancer cells. BMC Cancer. 2015 May 16;15:411.

[5]. Facilitation of morphine withdrawal symptoms and morphine-induced conditioned place preference by a glutamate transporter inhibitor DL-threo-beta-benzyloxyaspartate in rats. Eur J Pharmacol. 2004 Feb 6;485(1-3):201-10.

(3s)-3-(苄氧基)-L-天冬氨酸是天冬氨酸的衍生物。

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总之，我们已证实TBOA是研究中枢神经系统中谷氨酸转运蛋白功能的合适工具。我们的数据表明，脑内低[glu]o是动态平衡的结果，其中谷氨酸不断地通过非囊泡机制从细胞内释放，并持续被膜转运蛋白摄取。[2]

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我们利用电生理分析研究了三种不同的THA衍生物，即d,l-THA、d,l-TBOA和l-TMOA对EAAT4和EAAT5的影响。在表达EAAT4的卵母细胞（n = 14）中，d,l-TBOA本身在-60 mV时未引起可检测的内向或外向电流（图2a和b）。最近，Mitrovic等人报道了d,l-TBOA对EAAT4和EAAT5的影响。据报道，在抑制底物激活电流的浓度下，向表达EAAT4的卵母细胞施用d,l-TBOA并不会阻断组成型电导（Mitrovic等，2001）。这些结果表明，d,l-TBOA是迄今为止报道的唯一一种不影响漏电流的EAAT4非转运阻滞剂。l-TMOA和d,l-THA是EAAT4的竞争性底物。l-TMOA的Km值（1.2 ± 0.6 µM）与d,l-THA的Km值（0.6 ± 0.3 µM）几乎相同。另一方面，d,l-TBOA、l-TMOA和d,l-THA均为EAAT5的非转运阻滞剂，其Ki值分别为3.2、1.0和2.5 µM，并且它们都能阻断EAAT5的漏电流。我们之前报道过，d,l-TBOA 是一种强效的非转运性 EAATs1-3 阻断剂，在摄取试验中 IC50 值在 7-48 µm 范围内，并且它对代谢型谷氨酸受体（mGluR1、mGluR2 和 mGluR4）或离子型谷氨酸受体 [红藻氨酸、α-氨基-3-羟基-5-甲基-4-异恶唑丙酸 (AMPA) 和 NMDA] 没有功能活性（Lebrun 等人，1997；Shimamoto 等人，1998；Shimamoto 等人，2000）。综上所述，d,l-TBOA 已被证明是所有 EAAT 亚型的强效非转运阻滞剂，也是谷氨酸转运体研究领域中一种有价值的药理学工具。[3]

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总之，SN38 耐药的 CRC 细胞中 SLC1A1 表达和谷氨酸转运体活性发生改变，谷氨酸转运体抑制剂 DL-TBOA 可降低化疗诱导的 p53 诱导，并增强 SN38 诱导的 CRC 细胞死亡，同时强烈减弱奥沙利铂诱导的 CRC 细胞死亡。我们的研究结果表明，谷氨酸转运蛋白表达和活性的变化可能与结直肠癌的诊断和治疗方案的选择相关。[4]

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总之，我们发现脑室内注射dl-TBOA可促进纳洛酮诱发的吗啡戒断症状和条件性位置厌恶，以及吗啡诱导的条件性位置偏好的获得，且不影响急性吗啡诱导的镇痛作用。这些发现提示，中枢谷氨酸转运蛋白在吗啡戒断的躯体症状和负性情感成分的表达以及吗啡的强化作用中发挥抑制作用。本研究可能为预防吗啡依赖提供一种新的策略。[5]

C11H13NO5

239.23

478.158

C, 55.23; H, 5.48; N, 5.86; O, 33.44

205309-81-5

DL-TBOA ammonium;2093503-71-8

5311218

White to off-white solid powder

-2.4

110

3

6

6

17

275

2

C1=CC=C(C=C1)CO[C@@H]([C@@H](C(=O)O)N)C(=O)O

BYOBCYXURWDEDS-IUCAKERBSA-N

InChI=1S/C11H13NO5/c12-8(10(13)14)9(11(15)16)17-6-7-4-2-1-3-5-7/h1-5,8-9H,6,12H2,(H,13,14)(H,15,16)/t8-,9-/m0/s1

(2S,3S)-2-amino-3-phenylmethoxybutanedioic acid

DL-TBOA; (3s)-3-(Benzyloxy)-L-Aspartic Acid; 205309-81-5; (2S,3S)-2-amino-3-phenylmethoxybutanedioic acid; DL-Threo-Beta-Benzyloxyaspartate; 208706-75-6; CHEMBL79140; (2S,3S)-2-amino-3-(benzyloxy)succinic acid;

2934.99.9001

Powder      -20°C    3 years

                     4°C     2 years

In solvent   -80°C    6 months

                  -20°C    1 month

Room temperature (This product is stable at ambient temperature for a few days during ordinary shipping and time spent in Customs)

DMSO: 200 mg/mL (836.02 mM)
H2O: 5 mg/mL (20.90 mM)

配方 1 中的溶解度: ≥ 5 mg/mL (20.90 mM) (饱和度未知) in 10% DMSO + 40% PEG300 + 5% Tween80 + 45% Saline (这些助溶剂从左到右依次添加，逐一添加), 澄清溶液。
例如，若需制备1 mL的工作液，可将100 μL 50.0 mg/mL澄清DMSO储备液加入400 μL PEG300中，混匀；然后向上述溶液中加入50 μL Tween-80，混匀；加入450 μL生理盐水定容至1 mL。
*生理盐水的制备：将 0.9 g 氯化钠溶解在 100 mL ddH₂O中，得到澄清溶液。

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配方 2 中的溶解度: ≥ 5 mg/mL (20.90 mM) (饱和度未知) in 10% DMSO + 90% (20% SBE-β-CD in Saline) (这些助溶剂从左到右依次添加，逐一添加), 澄清溶液。
例如，若需制备1 mL的工作液，可将 100 μL 50.0 mg/mL澄清DMSO储备液加入900 μL 20% SBE-β-CD生理盐水溶液中，混匀。
*20% SBE-β-CD 生理盐水溶液的制备（4°C，1 周）：将 2 g SBE-β-CD 溶解于 10 mL 生理盐水中，得到澄清溶液。

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配方 3 中的溶解度: ≥ 5 mg/mL (20.90 mM) (饱和度未知) in 10% DMSO + 90% Corn Oil (这些助溶剂从左到右依次添加，逐一添加), 澄清溶液。
例如，若需制备1 mL的工作液，可将 100 μL 50.0 mg/mL 澄清 DMSO 储备液加入到 900 μL 玉米油中并混合均匀。

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请根据您的实验动物和给药方式选择适当的溶解配方/方案：
1、请先配制澄清的储备液(如：用DMSO配置50 或 100 mg/mL母液(储备液));
2、取适量母液，按从左到右的顺序依次添加助溶剂，澄清后再加入下一助溶剂。以 下列配方为例说明 (注意此配方只用于说明，并不一定代表此产品 的实际溶解配方):
10% DMSO → 40% PEG300 → 5% Tween-80 → 45% ddH2O (或 saline);
假设最终工作液的体积为 1 mL, 浓度为5 mg/mL: 取 100 μL 50 mg/mL 的澄清 DMSO 储备液加到 400 μL PEG300 中，混合均匀/澄清；向上述体系中加入50 μL Tween-80，混合均匀/澄清；然后继续加入450 μL ddH2O (或 saline)定容至 1 mL；
3、溶剂前显示的百分比是指该溶剂在最终溶液/工作液中的体积所占比例;
4、 如产品在配制过程中出现沉淀/析出，可通过加热(≤50℃)或超声的方式助溶;
5、为保证最佳实验结果，工作液请现配现用！
6、如不确定怎么将母液配置成体内动物实验的工作液，请查看说明书或联系我们;
7、 以上所有助溶剂都可在 Invivochem.cn网站购买。