Excitatory amino acid transporter-1/2/3； EAAT-1/2/3

DL-TBOA 铵处理（70-350 μM；48 小时）可增强 SN38 诱导的活力丧失，且呈浓度依赖性。奥沙利铂引起的活力丧失可通过 DL-TBOA 恢复[4]。 24 小时供应 350 μM DL-TBOA 铵可减少 SN38 和奥沙利铂对 p53 的诱导[4]。

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DL-苏-β-苄氧基天冬氨酸（DL-TBOA）是一种新型的DL-苏-β-羟基天冬氨酸衍生物，已被合成并检测为钠依赖性谷氨酸/天冬氨酸转运蛋白的抑制剂。DL-TBOA抑制表达人兴奋性氨基酸转运蛋白-1（EAAT1）（Ki=42微M）的COS-1细胞对[14C]谷氨酸的摄取，其效力几乎与DL-苏-β-羟基天冬氨酸（Ki=58微M）相同。关于人类兴奋性氨基酸转运蛋白-2（EAAT2），DL-TBOA（Ki=5.7微M）的抑制作用比二氢红藻氨酸（Ki=79微M）强得多，后者是众所周知的该亚型的选择性阻断剂。在电生理学上，DL-TBOA在表达人EAAT1或EAAT2的非洲爪蟾卵母细胞中没有诱导可检测到的内向电流。然而，它显著降低了谷氨酸诱导的电流，表明可以防止转运。添加DL-TBOA后，谷氨酸的剂量反应曲线发生了偏移，而最大电流没有显著变化。在X.laevis卵母细胞中表达的人EAAT1和EAAT2的Kb值分别为9.0微M和116 nM。这些结果表明，DL-TBOA是迄今为止最有效的谷氨酸转运体竞争性阻断剂。DL-TBOA对离子型或代谢型谷氨酸受体均未显示出任何显著影响。此外，DL-TBOA在化学上比其苯甲酰类似物更稳定，苯甲酰是一种先前报道的兴奋性氨基酸转运蛋白阻断剂；因此，DL-TBOA应该是研究转运蛋白生理作用的有用工具。[1]

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我们使用谷氨酸摄取抑制剂DL-苏-β-苄氧基天冬氨酸（DL-TBOA）来确定谷氨酸转运体在调节细胞外谷氨酸浓度中的作用。通过使用修补的CA3海马神经元的N-甲基-D-天冬氨酸受体作为“谷氨酸传感器”，我们观察到将TBOA应用于器官型海马切片会导致细胞外谷氨酸浓度迅速增加。这种增加是钙（2+）非依赖性的，在河豚毒素存在的情况下观察到。此外，当摄取受到抑制时，梭菌毒素预防囊泡谷氨酸释放不会影响谷氨酸的积累。然而，抑制谷氨酰胺合酶会增加细胞外谷氨酸的积累速度，表明胶质谷氨酸储存可以作为这一过程的来源。TBOA阻断星形胶质细胞中的突触诱发转运蛋白电流，而不诱导由谷氨酸转运蛋白介导的电流。这表明这种抑制剂不可运输，也不会通过异交换释放谷氨酸。这些结果表明，在基础条件下，谷氨酸转运体的活性补偿了谷氨酸从细胞内室持续、无泡释放。因此，转运蛋白活性的急性破坏会立即导致细胞外谷氨酸的大量积累。[2]

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D、 L-苏-β-苄氧基天冬氨酸（DL-TBOA）是一种具有大取代基的苏-β羟基天冬氨酸类似物，是兴奋性氨基酸转运蛋白EAAT1、2和3的强效不可转运阻断剂，而L-苏-α-甲氧基天冬氨基酸（L-TMOA）是EAAT2的阻断剂，但也是EAAT1和EAAT3的底物。为了表征这些THA类似物的作用以及EAAT4和EAAT5的功能，我们对爪蟾卵母细胞上表达的EAAT4或EAAT5进行了电生理分析。在表达EAAT4的卵母细胞中，D，L-TBOA是一种不可运输的阻断剂，而L-TMOA样D，L-THA是一种竞争性底物。相比之下，D、L-THA、DL-TBOA和L-TMOA都强烈减弱了EAAT5产生的谷氨酸诱导电流。其中，L-TMOA的抑制作用最强。此外，D、L-THA、DL-TBOA和L-TMOA本身在负电位下引发外向电流，在正电位下保持内向电流，这表明D、L-TB OA和L-TMA以及D、L-TH不仅充当不可运输的阻断剂，而且阻断EAAT5漏电流。这些结果表明，EAAT 4和5对THA类似物显示出不同的敏感性，尽管它们具有谷氨酸门控氯通道的特性[3]。

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在SN38抗性HCT116和LoVo细胞中，SLC1A1在mRNA和蛋白质水平上的表达分别下调了约60%和上调了约4倍，而SLC1A3蛋白则无法检测到。SLC1A1表达的变化伴随着DL-Threo-β-苄氧基天冬氨酸（DL-TBOA）敏感、UCPH101不敏感的[（3）H]-D-天冬氨酸摄取的平行变化，这与SLC1A1（或其他家族成员）活性的增加相一致，但与SLC1A3活性的增加无关。DL-TBOA联合治疗浓度依赖性地增加了SN38诱导的HCT116和LoVo细胞存活率的损失，同时强烈抵消了奥沙利铂诱导的损失。这既没有反映奥沙利铂转运蛋白Cu（2+）-转运蛋白-1（CTR1）表达的改变，也没有反映细胞还原型谷胱甘肽（GSH）的变化，尽管HCT116细胞耐药性本身与细胞GSH的增加有关。DL-TBOA没有显著改变p21、切割的PARP-1或磷酸化视网膜母细胞瘤蛋白的细胞水平，但改变了SLC1A1的亚细胞定位，并减少了化疗诱导的p53诱导。 结论：SN38耐药CRC细胞SLC1A1表达和谷氨酸转运体活性发生改变。重要的是，非选择性谷氨酸转运体抑制剂DL-TBOA减少了化疗诱导的p53诱导，增加了SN38诱导的CRC细胞死亡，同时减轻了奥沙利铂诱导的死亡。这些发现可能为治疗耐药性CRC提供新的治疗选择[4]。

当吗啡依赖大鼠给予DL-TBOA铵（10 nmol；icv）时，它极大地促进了纳洛酮诱发的躯体症状和条件性地方厌恶的表达[5]。

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有大量证据表明中枢谷氨酸能系统参与了吗啡依赖。在这项研究中，我们研究了侧脑室内（i.c.v.）注射强效谷氨酸转运体抑制剂DL-苏-β-苄氧天冬氨酸（DL-TBOA）对大鼠急性吗啡诱导的镇痛、吗啡戒断的躯体和负面情感成分的表达以及吗啡诱导的条件性位置偏好的影响。静脉注射DL-TBOA（10 nmol）对新生大鼠没有影响吗啡的急性镇痛作用。对吗啡依赖大鼠静脉注射DL-TBOA（10 nmol）显著促进了纳洛酮诱发的躯体体征和条件性场所厌恶的表达。DL-TBOA（3和10 nmol）显著促进了吗啡诱导的条件性位置偏好的获得。DL-TBOA本身在幼稚大鼠中既不产生条件性位置厌恶，也不产生位置偏好。这些结果表明，中枢谷氨酸转运体在吗啡戒断的躯体和负面情感成分的表达以及吗啡的强化作用中起着抑制作用。[5]

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静脉注射DL-TBOA对吗啡镇痛作用的影响[5]
在未植入任何颗粒的幼年大鼠中研究了静脉注射dl-TBOA对吗啡急性镇痛作用的影响（图1）。在静脉注射载体治疗的大鼠中，皮下注射3mg/kg剂量的吗啡显著提高了机械性伤害感受阈值，在皮下注射后30分钟达到峰值，150分钟消失，而0.5mg/kg剂量没有或轻微提高伤害感受阈值。静脉注射DL-TBOA（10nmol）不会改变静脉注射后10分钟的机械伤害感受阈值（就在皮下注射吗啡之前），也不会改变0.5mg/kg（F（1117）=0.52，P=0.47）和3mg/kg（F。

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静脉注射DL-TBOA对纳洛酮诱发的吗啡戒断引起的躯体体征表达的影响[5]
在静脉注射载体的安慰剂颗粒植入的幼年大鼠中，静脉注射纳洛酮（0.1mg/kg）没有引起任何特征性的躯体体征。在静脉注射载体的吗啡依赖大鼠中，静脉注射纳洛酮会诱发特征性的躯体体征。单因素方差分析显示，初治大鼠和吗啡依赖大鼠在体重减轻（F（1,12）=12.37，P<0.01）和牙齿抖动（F（1,1,12）=9.20，P<0.05）方面存在显著差异。静脉注射DL-TBOA（1、3和10 nmol）剂量依赖性地促进了纳洛酮诱发的吗啡戒断引起的各种躯体体征。单因素方差分析显示，dl-TBOA显著增加了拉伸（F（3,24）=3.59，P<0.05）、湿狗抖动（F（3,4-）=3.87，P<0.05），牙齿抖动（F。然而，dl-TBOA对体重减轻、跳跃、抖爪、摇头、倒退行走、腹泻、流泪和上睑下垂等其他躯体体征没有显著影响。dl-TBOA（10 nmol）的促进作用在腹腔注射纳洛酮后0-45分钟观察到，并在疗程结束时消失（数据未显示）。在吗啡依赖大鼠中，腹腔注射生理盐水而不是纳洛酮，在安慰剂颗粒植入的未成年大鼠中（腹腔注射纳洛酮），静脉注射dl-TBOA（10nmol）没有产生躯体体征（表1）。

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静脉注射DL-TBOA对纳洛酮诱发的吗啡戒断诱导的条件性场所厌恶的影响[5]
在静脉注射赋形剂的吗啡依赖大鼠中，与预处理阶段相比，静脉注射纳洛酮（0.003 mg/kg）不会改变测试阶段在纳洛酮配对室中花费的时间，厌恶评分为-10±22秒。静脉注射DL-TBOA（3和10 nmol）降低了吗啡依赖大白鼠的厌恶评分（分别为-17±18和-92±25秒）。单因素方差分析显示，各组之间存在显著差异（F（2,33）=4.32，P<0.05）。Student-Newman-Keuls测试的事后比较显示，与赋形剂的效果相比，dl-TBOA在10 nmol而非3 nmol的剂量下，显著促进了纳洛酮诱发的吗啡戒断诱导的条件性场所厌恶（P<0.05）。然而，无论是腹腔注射生理盐水而不是纳洛酮的吗啡依赖大鼠，还是腹腔注射纳洛酮的安慰剂颗粒植入的幼稚大鼠，静脉注射dl-TBOA（10 nmol）都没有改变厌恶评分（分别为-10±19和-9±22秒）（图2）。

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静脉注射DL-TBOA对吗啡诱导的条件性位置偏好的影响[5]
在静脉注射赋形剂的大鼠中，吗啡（0.5 mg/kg）配对组的偏好评分为52±57秒，略高于生理盐水配对对照组（-6±69秒），尽管没有显著差异。静脉注射dDL-TBOA（3和10 nmol）剂量依赖性地增加了偏好评分（分别为199±20和243±50秒）。单因素方差分析显示，各组之间存在显著差异（F（2,19）=4.78，P<0.05）。事后比较显示，与赋形剂的效果相比，dl-TBOA在3和10 nmol的剂量下显著促进了吗啡诱导的条件性位置偏好（P<0.05）。然而，在盐水配对对照组中，dl-TBOA（10 nmol）没有改变偏好评分（-18±36秒）（图3）。

电生理记录。[2]
在体外培养12-25天后，将培养物转移到安装在立式显微镜载物台上的记录室中，并用含有137 mM Na+、2.7 mM K+、146.2 mM Cl−、2.8 mM Ca2+、0.5 mM Mg2+、11.6 mM HCO3、0.4 mM H2PO4和5.6 mM d-葡萄糖的外部溶液（31°C，pH 7.4）稀释。使用装有122.5 mM葡萄糖酸Cs/10 mM Hepes/8 mM NaCl/10 mM 1,2-双（2-氨基苯氧基）乙烷-N，N，N′，N′-四乙酸盐（BAPTA）的贴片移液管（2-5 MΩ）从CA3锥体细胞和CA3辐射层星形胶质细胞中获得膜片钳记录。细胞保持在+40 mV，如果保持电流稳定且小于600 pA，接入电阻为8至16 MΩ，则认为是可接受的。在实验过程中，通过施加+10或-10 mV的0.4 s电压命令来评估输入电阻。如图所示，通过压力喷射在局部施加l-谷氨酸。用梭菌毒素[肉毒杆菌A（BoNT A）和破伤风（TeNT）毒素；100 ng/ml]处理的培养物及其各自的对照物在无血清培养基中孵育3天。

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电生理分析[3]
将使用T7 RNA聚合酶从线性化的pOTV-EAAT4或-EAAT5转录的带帽RNA显微注射到脱卵IV期或V期卵母细胞中（约10ng/卵母细胞）（Fairman等人，1995；Arriza等人，1997）。卵母细胞在17°C下保存2-8天。使用具有Digidata 1200接口的GeneClamp 500放大器进行了两次微电极电压钳记录。pClamp7程序套件（Axon Instruments）和Mac Lab用于控制刺激参数和数据采集。电流在10Hz和2之间进行低通滤波 kHz，以1到5的速率数字化 kHz.微电极填充了3 m KCl（电阻< 1 MΩ).ND 96记录溶液含有96 mm氯化钠，2 氯化钾，1.8毫米 mm氯化钙，1 mm氯化镁和5 mm HEPES（pH值 7.5). 使用以下方案研究了EAAT4或EAAT5电流的电压依赖性。卵母细胞保持在-60 mV，步长为10 125的mV增量 ms测试电位范围为-90至+ 80 在每次测试电位跳跃结束时测量稳态电流。药物诱发电流是通过从药物试验中减去对照试验来确定的（ Idrug − Icontrol）。

细胞活力测定[4]
细胞类型： HCT116 细胞、LoVo 细胞
测试浓度： 70 μM、350 μM
孵育时间： 48 小时
实验结果： 增强 SN38 诱导的细胞死亡，并抵消奥沙利铂诱导的细胞死亡。

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细胞活力测定[4]
细胞类型： HCT116 细胞、LoVo 细胞
测试浓度： 350 μM
孵育持续时间：24 小时
实验结果：SN38 和奥沙利铂减少 p53 诱导。

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细胞活力测定[4]
将细胞以适当的密度（LoVo 10000和HCT116 5000个细胞/100μl）接种在96孔板的生长培养基中。第二天，在生长培养基中用总体积为200μl的抑制剂和/或化疗处理细胞，并在37°C、5%CO2下孵育48小时。在生长培养基中用100μl 0.5 mg/ml 3-（4,5-二甲基噻唑-2-基）-2,5-二苯基溴化四唑（MTT）代替培养基。1.5-2.5小时后，通过加入100μl 20%SDS的0.02 M HCl溶液停止反应，并孵育过夜，使细胞和甲氮晶体完全裂解。在550 nm处用ELISA平板读数器测量吸光度。数据减去背景，计算相对于对照的存活率百分比。

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使用OPERA高通量共聚焦细胞计数[4]
在实验前一天将细胞接种在96孔板中。按指示用化疗和/或抑制剂处理细胞并孵育48小时。吸出培养基，在冰冷的PBS中轻轻洗涤细胞，用2%多聚甲醛固定，在PBS中洗涤，用DAPI孵育5分钟对细胞核进行染色。使用OPERA高通量显微镜扫描板。基于每孔100个点，使用专有的OPERA软件进行细胞核计数，并将未处理细胞的细胞计数作为对照。

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[3H]-D-Asp摄取试验[4]
基本上进行了[3H]-D-Asp摄取测定。简而言之，将细胞分裂成聚-D-赖氨酸涂层的白色96孔板。HCT116亲本、HCT116-SN38和HCT116-Oxa细胞系接种了相似数量的细胞（7× 104 细胞/孔）和LoVo亲本、LoVo-SN38和LoVo-Oxa细胞系（6× 104 细胞/孔）。16-24小时后，吸出培养基，用100μl测定缓冲液（Hank's缓冲盐水溶液，补充了20 mM HEPES、1 mM CaCl2和1 mM MgCl2，pH 7.4）洗涤细胞一次。加入50μl补充有100 nM[3H]-D-Asp和所示测试化合物的测定缓冲液，并将平板在37°C下孵育6分钟。在含有3 mM l-谷氨酸的孔中测定非特异性[3H]-D-Asp摄取。快速取出测定混合物，用2 × 100 μl冰冷的测定缓冲液，然后加入150μl Microscint™20闪烁液。将平板摇动1小时，并在Wallac 1450 MicroBeta Trilux闪烁计数器中计数。

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细胞谷胱甘肽水平的测定[4]
将细胞接种在24孔板中（每孔104个细胞），第二天用化疗和/或DL-TBOA处理并孵育24小时。取出培养基，用冰冷的PBS洗涤细胞两次，取出PBS，每孔加入500μl冰冷的1%磺基水杨酸。细胞在冰上孵育至少10分钟。离心（1分钟，15000 g）后，使用10μl裂解物测定总GSx含量。为了测量GSSG含量，将130μl样品与55μl 0.2 M Tris（pH 9）和5μl 2-乙烯基吡啶混合。小心地涡旋试管，并在室温下孵育至少1小时。首先将10μl该混合物与90μl水在96孔板中混合，然后与反应混合物（0.1 M磷酸钠缓冲液pH 7.5，含有1 mM EDTA、10 mM NADPH、10 mM DTNB和0.05μl谷胱甘肽还原酶，2U/μl）混合。在405nm吸光度下，在ELISA平板阅读器中每30秒进行一次测量，持续10分钟。GSH值是通过从GSx值中减去GSSG值获得的。

Animal/Disease Models: Male SD (Sprague-Dawley) rats (180-250 g)[5]
Doses: 1 nmol, 3 nmol, 10 nmol
Route of Administration: Intracerebroventricular injection (icv)
Experimental Results: Dose dependently facilitated various somatic signs induced by Naloxone (0.1 mg/kg)-precipitated morphine withdrawal.

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Surgery and i.c.v. administration [5]
Under thiamylal sodium (50 mg/kg, intraperitoneally (i.p.)) anesthesia, a stainless steel guide cannula (o.d. 0.7 mm) was implanted on the right side at coordinates of 0.8 mm caudal to the bregma, 1.5 mm lateral to the midline, and 2.0 mm below the surface of the skull according to the atlas of Paxinos and Watson (1998). After surgery, the rats were individually returned to their cages and left to recover for at least 5 days before the experiments. DL-TBOA or vehicle was i.c.v. administered 10 min before i.p. injection of naloxone or subcutaneous (s.c.) injection of morphine. An injection cannula (o.d. 0.35 mm) was inserted into the right lateral ventricle just 5.0 mm below the surface of the skull when attached to the guide cannula. I.c.v. administration was carried out in a volume of 5 μl at a constant rate of 5 μl/30 s by a microinfusion pump. The injection cannula was left in place for an additional 30 s to prevent backflow. During the injection procedure, the experimenter loosely held the animals. Because, in preliminary experiments, i.c.v. administration of DL-TBOA at a dose of 30 nmol to naive rats elicited irritability, motor hyperexcitability and/or convulsion immediately or soon after i.c.v. administration, we used doses lower than 10 nmol. I.c.v. administration of dl-TBOA at a dose of 10 nmol, but not 1 or 3 nmol, elicited teeth chattering and/or passivity (loss of struggle responses from the holding) in some rats, although these behaviors disappeared within a few minutes (experimenter's observation).

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Measurement of nociceptive threshold [5]
Mechanical nociceptive threshold was evaluated by the paw pressure test using an analgesimeter with a cuneate piston. The piston was put on the ventral surface of the hind paw. The pressure was loaded at a rate of 32 g/s. The pressure that elicited paw withdrawal was determined as the nociceptive threshold. The procedures for the measurement were carried out three times a day to habituate the animals to the procedure. After 2 days of habituation, the threshold was measured following two additional habituation procedures, and the value was taken as a control. The control nociceptive threshold was 194.3±3.4 g (n=33). Soon after measuring the control value, vehicle or DL-TBOA (10 nmol) was i.c.v. administered. After 10 min, the nociceptive threshold was measured (time zero), and morphine (0.5 and 3 mg/kg) was s.c. administered. Then, the threshold was measured at 15, 30, 45, 60, 90, 120 and 150 min.

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Measurement of naloxone-precipitated morphine withdrawal-induced somatic signs [5]
Measurement of naloxone-precipitated morphine withdrawal-induced somatic signs was performed as previously described (Nakagawa et al., 2000) with slight modifications. On the first day (day 1), under light ether anesthesia, the rats had a morphine pellet implanted in the back of the neck. Twenty-four hours later (day 2), the rats received a second morphine pellet. After 72 h (day 5), each rat was placed in a Plexiglass cylinder to acclimatize it to the experimental environment. After the 30-min habituation period, DL-TBOA (1, 3 and 10 nmol) or vehicle was i.c.v. administered. Ten minutes after the i.c.v. administration, naloxone (0.1 mg/kg) was i.p. injected without removing the implanted pellets. This dose of naloxone is reported to moderately precipitate somatic signs in morphine-dependent rats Higgins and Sellers, 1994, Le Guen et al., 2001. Then, the rats were immediately returned to the cylinder and behavior was observed every 5 min for 1 h. Body weight was measured just before and 1 h after naloxone injection, and is presented as the means±S.E.M. of percentage body weight loss. The number of occurrences of stretching, wet dog shaking, teeth chattering, jumping, paw shaking, head shaking, ejaculation and backwards walking was counted, and data are presented as means±S.E.M. of total numbers. The occurrence of diarrhea, salivation, lacrimation, rhinorrhea and ptosis was monitored and is presented as the number of rats showing positive signs over the total number of rats tested.

[1]. DL-threo-beta-benzyloxyaspartate, a potent blocker of excitatory amino acid transporters. Mol Pharmacol. 1998 Feb;53(2):195-201.

[2]. Inhibition of uptake unmasks rapid extracellular turnover of glutamate of nonvesicular origin. Proc Natl Acad Sci U S A. 1999 Jul 20;96(15):8733-8.

[3]. Effects of threo-beta-hydroxyaspartate derivatives on excitatory amino acid transporters (EAAT4 and EAAT5). J Neurochem. 2001 Oct;79(2):297-302.

[4]. The glutamate transport inhibitor DL-Threo-β-Benzyloxyaspartic acid (DL-TBOA) differentially affects SN38- and oxaliplatin-induced death of drug-resistant colorectal cancer cells. BMC Cancer. 2015 May 16;15:411.

[5]. Facilitation of morphine withdrawal symptoms and morphine-induced conditioned place preference by a glutamate transporter inhibitor DL-threo-beta-benzyloxyaspartate in rats. Eur J Pharmacol. 2004 Feb 6;485(1-3):201-10.

(3s)-3-(Benzyloxy)-L-Aspartic Acid is an aspartic acid derivative.

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In conclusion, we have established that TBOA is an appropriate tool to study glutamate transporter function in the central nervous system. Our data demonstrate that the low [glu]o present in the brain is the result of a dynamic equilibrium, in which glutamate is constantly being released from the intracellular compartment by a nonvesicular mechanism and is continuously being taken up by the membrane transporters.[2]

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We have studied the effects of three different THA derivatives, d,l-THA, d,l-TBOA, and l-TMOA on EAAT4 and EAAT5 using an electrophysiological analysis. d,l-TBOA itself did not elicit a detectable inward or outward current at −60 mV in EAAT4-expressing oocytes (n = 14) (Figs 2a and b). Recently, Mitrovic et al. reported that application of d,l-TBOA to EAAT4-expressing oocytes, at concentrations that inhibit the substrate-activated current, does not block the constitutive conductance (Mitrovic et al. 2001). These results indicate that d,l-TBOA is the only non-transportable blocker so far reported for EAAT4 without affecting the leak current. l-TMOA and d,l-THA act as competitive substrates for EAAT4. Km value of l-TMOA (1.2 ± 0.6 µm) is almost the same as that of d,l-THA (0.6 ± 0.3 µm). On the other hand, d,l-TBOA, l-TMOA and d,l-THA all act as non-transportable blockers for EAAT5 with Ki values of 3.2, 1.0, and 2.5 µm, respectively, and all of them block the EAAT5 leak currents. We have previously reported that d,l-TBOA is a potent non-transportable blocker for EAATs1–3 with IC50 values in the range of 7–48 µm in the uptake assay and that it shows no functional activity on the metabotropic glutamate receptors (mGluR1, mGluR2 and mGluR4) or ionotropic glutamate receptors [kainate, α-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic (AMPA), and NMDA] (Lebrun et al. 1997; Shimamoto et al. 1998; Shimamoto et al. 2000). Taken together, d,l-TBOA has proven to be a potent non-transportable blocker for all EAAT subtypes and a valuable pharmacological tool in the field of glutamate transporter studies.[3]

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In conclusion, SLC1A1 expression and glutamate transporter activity are altered in SN38-resistant CRC cells, and the glutamate transporter inhibitor DL-TBOA reduces chemotherapy-induced p53 induction and augments CRC cell death induced by SN38, while strongly attenuating that induced by oxaliplatin. Our findings indicate that changes in glutamate transporter expression and activity may be relevant in CRC, diagnostically and in the context of choice of treatment regimen.[4]

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In conclusion, we have shown that i.c.v. administration of dl-TBOA facilitates naloxone-precipitated morphine withdrawal-induced somatic signs and conditioned place aversion, and the acquisition of morphine-induced conditioned place preference, without affecting acute morphine-induced antinociception. These findings suggest that central glutamate transporters play inhibitory roles in the expression of somatic and negative affective components of morphine withdrawal and the reinforcing effect of morphine. The present study may provide a new strategy for preventing morphine dependence.[5]

C11H16N2O5

256.26

256.105

2093503-71-8

DL-TBOA;205309-81-5

91900718

Typically exists as solid at room temperature

111

4

7

6

18

275

2

C1=CC=C(C=C1)CO[C@@H]([C@@H](C(=O)O)N)C(=O)O.N

NWSNCKZFVJQJRK-OZZZDHQUSA-N

InChI=1S/C11H13NO5.H3N/c12-8(10(13)14)9(11(15)16)17-6-7-4-2-1-3-5-7;/h1-5,8-9H,6,12H2,(H,13,14)(H,15,16);1H3/t8-,9-;/m0./s1

(2S,3S)-2-amino-3-phenylmethoxybutanedioic acid;azane

DL-TBOA ammonium; L-TBOA ammonia salt; 2093503-71-8; TBOA; (3S)-3-(Phenylmethoxy)-L-aspartic acid ammonia salt; (2S,3S)-2-amino-3-phenylmethoxybutanedioic acid;azane;

2934.99.9001

Powder      -20°C    3 years

                     4°C     2 years

In solvent   -80°C    6 months

                  -20°C    1 month

Room temperature (This product is stable at ambient temperature for a few days during ordinary shipping and time spent in Customs)

May dissolve in DMSO (in most cases), if not, try other solvents such as H2O, Ethanol, or DMF with a minute amount of products to avoid loss of samples

注意: 如下所列的是一些常用的体内动物实验溶解配方，主要用于溶解难溶或不溶于水的产品（水溶度<1 mg/mL）。 建议您先取少量样品进行尝试，如该配方可行，再根据实验需求增加样品量。

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注射用配方1: DMSO : Tween 80： Saline = 10 : 5 : 85 (如： 100 μL DMSO → 50 μL Tween 80 → 850 μL Saline)
*生理盐水/Saline的制备：将0.9g氯化钠/NaCl溶解在100 mL ddH ₂ O中，得到澄清溶液。
注射用配方 2: DMSO : PEG300 ：Tween 80 : Saline = 10 : 40 : 5 : 45 (如： 100 μL DMSO → 400 μL PEG300 → 50 μL Tween 80 → 450 μL Saline)
注射用配方 3: DMSO : Corn oil = 10 : 90 (如： 100 μL DMSO → 900 μL Corn oil)
示例: 以注射用配方 3 (DMSO : Corn oil = 10 : 90) 为例说明, 如果要配制 1 mL 2.5 mg/mL的工作液, 您可以取 100 μL 25 mg/mL 澄清的 DMSO 储备液，加到 900 μL Corn oil/玉米油中, 混合均匀。

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注射用配方 4: DMSO : 20% SBE-β-CD in Saline = 10 : 90 [如：100 μL DMSO → 900 μL (20% SBE-β-CD in Saline)]
*20% SBE-β-CD in Saline的制备（4°C，储存1周）：将2g SBE-β-CD (磺丁基-β-环糊精) 溶解于10mL生理盐水中，得到澄清溶液。
注射用配方 5: 2-Hydroxypropyl-β-cyclodextrin : Saline = 50 : 50 (如： 500 μL 2-Hydroxypropyl-β-cyclodextrin (羟丙基环胡精)→ 500 μL Saline)
注射用配方 6: DMSO : PEG300 : Castor oil : Saline = 5 : 10 : 20 : 65 (如： 50 μL DMSO → 100 μL PEG300 → 200 μL Castor oil → 650 μL Saline)
注射用配方 7: Ethanol : Cremophor : Saline = 10： 10 : 80 (如： 100 μL Ethanol → 100 μL Cremophor → 800 μL Saline)
注射用配方 8: 溶解于Cremophor/Ethanol (50 : 50), 然后用生理盐水稀释。
注射用配方 9: EtOH : Corn oil = 10 : 90 (如： 100 μL EtOH → 900 μL Corn oil)
注射用配方 10: EtOH : PEG300：Tween 80 : Saline = 10 : 40 : 5 : 45 (如： 100 μL EtOH → 400 μL PEG300 → 50 μL Tween 80 → 450 μL Saline)

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口服配方 1: 悬浮于0.5% CMC Na (羧甲基纤维素钠)
口服配方 2: 悬浮于0.5% Carboxymethyl cellulose (羧甲基纤维素)
示例: 以口服配方 1 (悬浮于 0.5% CMC Na)为例说明, 如果要配制 100 mL 2.5 mg/mL 的工作液, 您可以先取0.5g CMC Na并将其溶解于100mL ddH2O中，得到0.5%CMC-Na澄清溶液；然后将250 mg待测化合物加到100 mL前述 0.5%CMC Na溶液中，得到悬浮液。

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口服配方 3: 溶解于 PEG400 (聚乙二醇400)
口服配方 4: 悬浮于0.2% Carboxymethyl cellulose (羧甲基纤维素)
口服配方 5: 溶解于0.25% Tween 80 and 0.5% Carboxymethyl cellulose (羧甲基纤维素)
口服配方 6: 做成粉末与食物混合

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注意: 以上为较为常见方法，仅供参考， InvivoChem并未独立验证这些配方的准确性。具体溶剂的选择首先应参照文献已报道溶解方法、配方或剂型，对于某些尚未有文献报道溶解方法的化合物，需通过前期实验来确定（建议先取少量样品进行尝试），包括产品的溶解情况、梯度设置、动物的耐受性等。

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请根据您的实验动物和给药方式选择适当的溶解配方/方案：
1、请先配制澄清的储备液(如：用DMSO配置50 或 100 mg/mL母液(储备液));
2、取适量母液，按从左到右的顺序依次添加助溶剂，澄清后再加入下一助溶剂。以 下列配方为例说明 (注意此配方只用于说明，并不一定代表此产品 的实际溶解配方):
10% DMSO → 40% PEG300 → 5% Tween-80 → 45% ddH2O (或 saline);
假设最终工作液的体积为 1 mL, 浓度为5 mg/mL: 取 100 μL 50 mg/mL 的澄清 DMSO 储备液加到 400 μL PEG300 中，混合均匀/澄清；向上述体系中加入50 μL Tween-80，混合均匀/澄清；然后继续加入450 μL ddH2O (或 saline)定容至 1 mL；
3、溶剂前显示的百分比是指该溶剂在最终溶液/工作液中的体积所占比例;
4、 如产品在配制过程中出现沉淀/析出，可通过加热(≤50℃)或超声的方式助溶;
5、为保证最佳实验结果，工作液请现配现用！
6、如不确定怎么将母液配置成体内动物实验的工作液，请查看说明书或联系我们;
7、 以上所有助溶剂都可在 Invivochem.cn网站购买。