mGluR

MCPG 可以燃烧 I 组 (mGluR1 和 mGluR5) 和 II 组受体 (mGluR2 和 mGluR3)[4]。(S)-MCPG (100 μM) 对 WT 切片培养中的脊柱产生或去除机制没有明显影响。 (S)-MCPG 抑制 TBS 诱导的脊柱更新增加，并干扰海马切片培养物中活动依赖性中枢稳定机制 [1]。

(RS)- MCPG (α- MCPG；500 μM) 沸腾幼年或新生神经元中 TBS 感应的 EGABA 变化[3]。 用低剂量 (RS)- MCPG (25 nM；ic；每天；5 天) 预处理可显着着解除10日龄卡车和雌性Sprague-Dawley血统支架中苯丙胺感应的运动活动[4]。

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代谢型谷氨酸受体拮抗剂部分逆转Fmr1 KO小鼠的脊柱动力学缺陷[1]
然后，我们研究了这些缺陷是否可以逆转，并测试了代谢型谷氨酸受体拮抗剂MCPG（100μm）对脊柱动力学的影响。在WT切片培养中，MCPG对基底棘的形成或消除机制没有可检测到的影响（图3A和B）。然而，它阻止了TBS引发的脊柱翻转增加（图3A和B；新脊柱：23.8±3.3%，n=6233对42.4±7.9%，n=5240，P<0.05；失去的脊柱：20.8±2.4%对43.7±8.8%，P<0.05）。它还干扰了活动依赖性脊柱稳定的机制。在野生型小鼠中，MCPG显著降低了TBS后增大与非增大脊柱的差异稳定性（图3C；圆圈：ns：无显著差异，双向方差分析），这与代谢型受体参与LTP诱导机制的证据一致（Anwyl，2009）。在Fmr1 KO小鼠中，MCPG有三个主要作用。首先，它通过每24小时增强新形成和丢失的棘突来恢复基础代谢水平（图3A和B：新棘突：17.0±3.2%对9.3±1.3%，n=6,8，P<0.05；丢失棘突：15.2±2.5%对9.5±1.5%，n=6,8%，P<0.05），这与Fmr1 KO小鼠中观察到的代谢减少可能是由于代谢受体过度激活的观点一致（Pfeiffer&Huber，2007）。其次，它降低了脊柱翻转对活动的敏感性增加：TBS后新脊柱的形成仍然增加，但程度较小（图3A；27.2±3.6%，n=5个细胞，237个脊柱对15.6±3.0%，n=7274个脊柱，P<0.05）。然而，TBS刺激后脊柱损失的变化没有达到统计学意义（图3B；P=0.20）。因此，MCPG使基础脊柱动力学正常化，并降低了脊柱翻转对活动的敏感性。第三，MCPG提高了脊柱的总体稳定性[图3D；与（圆形）和没有MCPG（方形）相比，P<0.05，双向方差分析]。然而，MCPG未能改善活动依赖性脊柱稳定的缺陷。TBS后，扩大和非扩大的脊柱表现出相同的稳定性，扩大的脊柱没有优先的稳定性（图3D；圆圈，ns：不显著，n=5个细胞，分析了237个脊柱）。因此，MCPG改善了脊柱的总体稳定性，但没有恢复活动依赖性脊柱稳定的机制。[1]

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在先前植入套管的大鼠中，研究了代谢型谷氨酸受体拮抗剂（+）-α-甲基-4-羧基苯甘氨酸（MCPG）对水迷宫和特定情境联想学习表现的影响。在测试前经脑室注射（i.c.v.）MCPG（20.8微克）会损害大鼠在Morris水迷宫空间版本中的表现，但该剂量的1/10不会。训练后24小时评估的记忆保持能力也受到高剂量MCPG的影响。然而，除了药物对感知能力的影响外，高剂量并没有损害提示版水迷宫的表现。MCPG对另一项海马依赖性空间学习任务（情境依赖性恐惧条件反射任务）的表现的影响得到了进一步的表征。MCPG（20.8微克，静脉注射）不会干扰本任务中的条件性冷冻。为了进行比较，一组大鼠注射了NMDA受体阻断剂MK801。与对照组相比，MK801在扰乱Morris水迷宫空间版本性能的剂量（0.08 mg/kg）下显著降低了冷冻。这些实验表明，MCPG敏感的代谢型受体可能只需要用于有限的空间学习任务子集，而NMDA受体可能在所有空间学习中发挥不可或缺的作用。[2]

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莫里斯水迷宫[2]
在4天的训练中，接受MCPG治疗（高剂量）和对照组动物的表现都有显著改善，表现为到达平台的时间[F（3108）=107.5；p<0.01]和动物与平台的距离[F（310b）=77.4；p<0.01]都有所减少（图1）。然而，给予MCPG的动物学习这项任务的速度明显较慢。MCPG治疗的大鼠到达平台的时间更长[F（1,35）=9.6；p<0.01]，在训练期间，它们与平台的距离也比载体注射的动物长[F（1,3,5）=9.9；p<0.01）。在第2天和第3天，MCPG大鼠的逃避潜伏期明显更长（p<0.01，图1（a）），在前3天的每一天，它们的搜索错误测量值都明显更长（p<0.01；图1（B），Newman-Keuls事后测试）。在第4天，MCPG治疗的动物达到了与对照组动物相同的性能水平。

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情境恐惧制约[2]
作为学习的另一种衡量标准，我们在特定情境的联想学习中测试了MCPG对大鼠组的影响。在恐惧条件反射的训练阶段，将大鼠置于电击室中，在为期2天的6分钟训练中进行三次脚踢。24小时后，将大鼠送回电击室，并监测其冷冻行为。红外光电池监测动物的活动，在测试阶段，摄像机记录了实验过程，供实验人员离线审查。 图5（A）显示了训练第一天动物的平均活动。由于休克的发生，两组的活动都降低了[F（5,70）=5.6；p<0.01]，但两组之间没有统计学差异。与对照组相比，在第3天的测试中，运动活动和冷冻都不受MCPG的影响（图5（B））。两组在第一分钟后冻结的频率更高，在6分钟疗程结束时冻结的频率更低[F（5,70）=7.6；p<0.01]。这些结果表明，MCPG 20.8μg在空间学习水迷宫中造成的损伤与对情境学习的类似影响无关。

共聚焦成像和电生理学[1]
转染四天后，使用奥林巴斯Fluoview共聚焦显微镜对切片培养物进行重复成像，如所述（Dubos等人，2012）。在0、5、24、48和72小时时，观察辐射层CA1锥体神经元顶端树突上的第二或第三树突段（35-45μm）。使用Osirix软件分析Z-stack图像，并与另一名实验者进行交叉检查。所有突出物都包括在分析中，稳定性被评估为以后仍然存在的刺的比例。如果脊柱头部宽度在0到5小时的时间点之间增加了0.1μm以上，则认为脊柱扩大。所有数据均以n为分析的树突节段数量给出，考虑每个神经元一个树突节段和每个切片培养物一个神经元。在适当的时候，我们还给出了实验池中分析的刺的总数。
对于电生理记录，将海马培养物或急性切片（4-6周龄的小鼠）保存在所述的界面室中（De Roo等人，2008b），灌注在具有以下成分（单位为mm）的培养基中：NaCl，124；氯化钾1.6；氯化镁，1.5；氯化钙，2.5；KH2PO4，1.2；碳酸氢钠24；葡萄糖，10；抗坏血酸，2；用95%的O2和5%的CO2鼓泡。Theta爆发刺激（TBS）由5个5 Hz的序列组成，每个序列由4个100 Hz的脉冲组成，以10秒的间隔重复三次。使用IGOR软件测量场兴奋性突触后电位斜率和振幅。

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蛋白质印迹[1]
在体外维持12-14天并用15nm BpV处理的海马切片培养物中，以及在腹腔注射BpV[30μg/100g生理盐水（200μL）]的4-6周龄小鼠上，测试了BpV对S473位点AKT磷酸化的影响。分别在切片和动物处理后30分钟或1-4小时，使用含有（以毫米计）：NaCl，150的溶液在冰上裂解组织；Tris-HCl，50，pH 7.4；EDTA，2；二硫苏糖醇，1；1%Triton X-100，10%甘油，完整蛋白酶抑制剂片剂，含磷酸酶抑制剂（单位：mm）：原钒酸钠，1；对硝基苯磷酸酯，20；β-甘油磷酸酯，20；冈田酸，50 ng/mL。将裂解物超声处理，并将30μg总蛋白放在Nupage 4–12%Bis-Tris凝胶上。凝胶在3-（N-吗啉代）丙磺酸十二烷基硫酸钠缓冲液中运行，并转移到硝化纤维膜上。使用1:3000稀释的兔抗磷酸Ser473单克隆抗体进行磷酸化AKT免疫印迹。通过β-actin免疫印迹对60kDa的pAKT带进行密度分析，并将其表示为WT值的函数（单克隆抗体，1:20000）。

动物/疾病模型：雄性Lister-Hooded大鼠的Morris水迷宫学习[2]
剂量：20 μg
给药途径：脑室内注射；20 μg；4天
实验结果：Morris水迷宫空间模型中大鼠的表现受损，但1/10剂量组未观察到此现象。\n

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\n\n动物和Morris水迷宫[1]
\n使用了20只成年雄性Fmr1-KO小鼠（FVB.129P2-Pde6b+Tyrc-ch Fmr1tm1Cgr/J）和20只成年雄性野生型对照小鼠（FVB.129P2-Pde6b+Tyrc-ch/AntJ）。小鼠均单独标记，并按照瑞士动物保护法饲养。一只Fmr1基因敲除（Fmr1-KO）小鼠和一只野生型（WT）小鼠用于预实验；最终样本（19只Fmr1-KO小鼠和19只WT小鼠）分为两组：9只小鼠接受BpV治疗，10只小鼠接受载体对照。小鼠在莫里斯水迷宫中进行训练，连续4天，每天4次试验。第5天，在没有逃生平台的情况下进行探针试验。试验后立即对小鼠进行腹腔注射BpV（30 μg/100 g，溶于200 μL生理盐水）或200 μL生理盐水。1小时后，所有小鼠开始新的训练，进行4次试验，平台位于相反象限（逆转学习）。逆转训练持续两天；BpV或生理盐水处理相应重复进行。第8天，进行第二次探针试验。使用视频追踪系统记录和分析小鼠的游泳轨迹。评估的变量包括逃避潜伏期、在目标象限停留的时间以及平台位置接近指数（PI），后者通过测量到平台的平均距离计算得出 [(PI probe1 − PI probe2)/(PI probe1 + PI probe2)×100]。\n

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\n\n\n动物术后至少恢复7天，在此期间每天进行操作。在实验的剩余时间内，它们被单独饲养。在行为测试时，将针芯替换为连接汉密尔顿微量注射器的33号注射针。将MCPG或载体以约1 μl/min的速率进行脑室内（icv）注射，注射体积为5 μl。注射完成后，针头在原位停留1-2分钟，以使药物扩散。高剂量（20.8 μg）或低剂量（2.1 μg）的MCPG每日配制，并储存于室温下。每次实验结束时，均采用尼氏染色法检查插管位置。[2]

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\n\n行为学方法[2]
\n莫里斯水迷宫/空间任务[2]
\n使用代谢型谷氨酸拮抗剂MCPG进行了两项实验。在第一项实验中，使用了高剂量MCPG（20.8 μg）。36只大鼠在莫里斯水迷宫（Morris，1984）中进行训练。该迷宫由一个直径120厘米的圆形水池组成，池中注满用牛奶稀释的浑浊水，水温保持在26±1℃。水池壁高出水面60厘米，涂成白色。一个直径10厘米、浸没2-3厘米的平台代表逃离水面的出口。在测试前一天，每只动物在泳池中自由游泳2分钟，以适应水环境。每次试验中，大鼠被放置在不同的起始位置（共有六个可能位置）。在为期4天的训练实验中，平台始终保持在固定位置。动物有90秒的时间寻找平台。90秒后仍未找到平台的大鼠被放置在平台上，并允许其停留60秒，作为试验间期。动物每天进行4次试验，连续4天。每天试验开始前5分钟，分别向大鼠脑室内注射MCPG（n=18）或载体（n=18）。计算机辅助程序测量每只动物到达平台的路径和时间。在游泳过程中，计算机系统还会分析动物相对于目标位置的接近程度。该指标被称为“搜索误差”，代表了从逃生平台到目标位置的校正累积距离（Gallagher等人，1993）。每秒计算一次接近度指标，方法是每秒计算10次大鼠与目标平台之间的距离并取平均值。采用校正程序来考虑六个不同的起始点。训练试验中使用累积距离，而探测试验第五天则使用与目标的平均距离（更多详情请参见Gallagher等人，1993）。
\n在最后一次训练24小时后，对动物进行一次探测试验，以测试其空间记忆的保持情况。在探测试验前，将大鼠分为四组：一组（MCPG/MCPG）像前几天一样再次注射MCPG（n=9）；第二组（MCPG/vehicle）在之前的训练中注射了MCPG，但在探测试验前注射了载体（n=9）；第三组（vehicle/vehicle）像前几天一样注射载体（n=9）；最后一组（载体/MCPG组）在之前仅注射载体后，又注射了MCPG（n=9），以测试MCPG对记忆保持的急性影响。在该实验中，平台从水池中移除，大鼠被允许游泳20秒。通过记录大鼠在水池每个象限停留的时间（Morris等人，1986）以及大鼠与目标先前位置的平均距离（Gallagher等人，1993）来评估记忆保持情况。
\n第二个实验使用一组事先在右侧脑室植入套管的新大鼠。MCPG的剂量（2.1 μg）比之前的实验低10倍，但所有实验步骤均相同。在每天进行4次试验的实验前5分钟，脑室内注射MCPG（n=8）或载体（n=10）。在第5天，移除平台并测试动物的记忆保持情况。MCPG组只有8只动物，因为该组有两只大鼠在实验过程中生病而被排除。\n

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\n\n莫里斯水迷宫/线索任务k [2]
\n空间任务实验结束后三周，部分大鼠在线索水迷宫中再次接受测试。在水箱壁上，距离水面15厘米处，贴上一条30厘米×5厘米的黑色胶带，胶带中心位于水下平台周围（见图4插图）。胶带代表视觉线索，引导动物找到平台。每次实验中，胶带和平台的位置保持不变，但每天都会移动一次。然而，它们之间的空间关系始终保持不变。动物连续4天，每天进行4次试验。在第5天，进行一次探针试验，与空间任务实验相同。 MCPG（20.8 μg，n=7）或载体（n=6）组大鼠每天在实验开始前5分钟进行脑室内注射。本实验所用动物此前已用于水迷宫空间实验。然而，我们使用的大多数动物在之前的实验中均接受了载体处理。\n

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\n\n情境恐惧条件反射k [2]
\n将大鼠分组，分别置于啮齿动物条件反射箱（25×20×17 cm，圣地亚哥仪器公司）中，箱内通风扇提供背景噪音。箱内设有8个红外光束，间距3 cm，位于网格地板上方0.5 cm处，用于监测动物活动。电击由计算机控制。放置在箱前的摄像机记录每次实验过程，用于离线行为分析。电击是由网格地板电击器产生的短暂（1秒，0.5 mA）直流电。在第1天和第2天，条件反射训练包括在6分钟内呈现三次电击。在第3天，动物再次被放入实验箱，但不再接受电击。计算机系统监测动物的运动活动，测量动物在12个30秒间隔内中断光束的次数。实验结束后，实验人员分析录像，评估动物的僵直行为，以此作为条件性恐惧的指标。僵直行为定义为除呼吸相关运动外，动物完全停止所有运动（Phillips和LeDoux，1992）。计算每个1分钟间隔内动物僵直行为所占时间的百分比。本研究进行了两项不同的实验。在第一项实验中，大鼠在为期3天的实验开始前5分钟，分别接受载体（n=7）或MCPG（20.8 μg，n=7）脑室内注射。在第二个实验中，不同组别的大鼠在测试前30分钟皮下注射MK801（n=8）或载体（n=8）。\n

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\n\n药物[2]
\n所有实验均使用(+)-α-甲基-4-羧基苯基甘氨酸（MCPG）。将2.08 mg MCPG溶解于等摩尔浓度的1 M NaOH溶液中，用生理盐水（0.9% NaCl）稀释至最终体积，并将pH值调节至7.6±0.2。将5 μl MCPG或载体溶液脑室内注射到每只植入动物体内。\n\n

[1]. Reversal of activity-mediated spine dynamics and learning impairment in a mouse model of Fragile X syndrome. Eur J Neurosci. 2014 Apr;39(7):1130-7.

[2]. Effects of the metabotropic glutamate receptor antagonist MCPG on spatial and context-specific learning. Neuropharmacology. 1996;35(11):1557-65.

[3]. Regulation of GABA Equilibrium Potential by mGluRs in Rat Hippocampal CA1 Neurons. PLoS One, 2015 Sep 21, 10(9):e0138215.

[4]. The effects of (RS)-MCPG on amphetamine-induced sensitization in neonatal rats. https://scholarworks.lib.csusb.edu/etd-project/3181/.

(S)-α-甲基-4-羧基苯基甘氨酸是一种非蛋白源性α-氨基酸，它是丙氨酸的α-氢被4-羧基苯基取代后的结构（S-对映体）。它是一种非选择性I/II型代谢型谷氨酸受体（mGluR）拮抗剂。它作为代谢型谷氨酸受体拮抗剂发挥作用。脆性X综合征（FXS）的特征是智力障碍和自闭症特征，是由编码参与突触蛋白质合成调控的蛋白质的FMR1基因沉默所致。功能性脆性X智力低下蛋白的缺乏被认为会导致突触代谢型谷氨酸受体信号过度激活，进而导致突触成熟和可塑性改变。然而，目前尚不清楚Fmr基因敲除（Fmr1-KO）小鼠中活动依赖性棘突动态机制如何受到影响，以及这种影响是否可以逆转。本研究采用重复成像技术，在海马切片培养中探讨了结构可塑性的特性及其信号通路调控。我们发现，Fmr1-KO小鼠的基础棘突周转率显著降低，但活动可显著增强其周转率。此外，Fmr1-KO小鼠的活动介导的棘突稳定性丧失。应用代谢型谷氨酸受体拮抗剂α-甲基-4-羧基苯基甘氨酸（MCPG）可增强基础棘突周转率，改善棘突稳定性，但无法恢复活动介导的棘突稳定性。相反，增强磷脂酰肌醇-3激酶（PI3K）信号通路（该通路与突触可塑性的多个方面相关）可逆转基础棘突周转率和活动介导的棘突稳定性。它还能恢复脑片中缺陷的长时程增强（LTP）机制，并改善Fmr1基因敲除（Fmr1-KO）小鼠的逆转学习能力。这些结果表明，调节PI3K信号通路可能有助于改善脆性X综合征（FXS）相关的认知缺陷。[1] 除了MCPG之外，我们的研究表明，PTEN抑制剂BpV是另一种能够逆转Fmr1-KO小鼠表型的潜在分子。BpV的应用可以增强PI3K活性，PI3K信号通路由包括BDNF在内的多种表面受体激活，该通路也能抑制LTD（Jurado等人，2010），并参与LTP信号传导（Tang等人，2002）。与此一致的是，我们的实验表明BpV可以恢复活动依赖性脊柱稳定性。因此，这些结果提示，除了LTD信号传导过度激活外，Fmr1-KO小鼠的另一个缺陷可能涉及LTP机制的缺陷。我们的LTP实验支持这一解释，并且与多项其他研究的结果一致（Lauterborn等人，2007；Meredith等人，2007；Hu等人，2008；另见Krueger和Bear，2011）。然而，PI3K信号通路在脆性X综合征（FXS）中的具体作用仍存在疑问。两项近期研究表明，在Fmr1基因敲除（KO）小鼠中，PI3K活性和AKT磷酸化水平已经上调（Gross等人，2010；Sharma等人，2010），这一结果与另一项研究（Hu等人，2008）的结果相悖。但需要注意的是，PI3K-AKT信号通路位于许多细胞表面受体的下游，并参与与其他系统的多种相互作用，这可能通过对AKT磷酸化位点的差异性调控来实现（Hemmings和Restuccia，2012）。尽管本研究无法精确理解 PI3K 信号传导中涉及的复杂信号机制，但我们的数据清楚地表明，BpV 治疗在体外和体内条件下均增强了 AKT 在 S473 位点的磷酸化，不仅能够逆转 Fmr1-KO 小鼠中观察到的脊柱动力学缺陷，而且还能增加 LTP 并改善 Fmr1-KO 小鼠在 Morris 水迷宫学习任务中的行为。与这些结果一致，PI3K信号通路已被证实参与长时程增强（LTP）机制（Tang et al., 2002），参与脑源性神经营养因子（BDNF）信号通路，后者还能挽救Fmr1基因敲除小鼠的LTP（Lauterborn et al., 2007），调节海马神经元的突触生成和棘突生成（Jaworski et al., 2005; Cuesto et al., 2011），更重要的是，在安格曼综合征（一种伴有严重认知缺陷和自闭症特征的神经发育障碍）小鼠模型中，PI3K信号通路也存在缺陷（Cao et al., 2013）。因此，PI3K信号通路可能成为逆转认知缺陷的一个潜在靶点。[1]

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NMDA受体在空间和情境学习与记忆中发挥关键作用（参见Squire, 1992）。我们的研究结果表明，mGlu受体可能仅具有调节或次要作用。最近一项研究发现，海马内注射MCPG并不影响工作记忆，但MCPG与NMDA受体拮抗剂联合应用则会影响工作记忆（Ohno和Watanabe，1996）。以长时程增强（LTP）为学习和记忆模型的研究也表明，mGlu受体的作用是调节性的而非核心性的。虽然NMDA受体拮抗剂在体外（Collingridge等，1983）和体内（Morris等，1986；Abraham和Mason，1988）均能明显阻断LTP的诱导，但据报道，mGlu受体拮抗剂MCPG的作用却不尽相同，有时甚至取决于所使用的技术（参见BenAri和Aniksztejn，1995）。Bashir等人。 (1993)年有研究报道MCPG可阻断海马切片中LTP的诱导，但其他研究者并未证实这一结果（Chinestra等，1993；Manzoni等，1994；Selig等，1995）。同样，Riedel和Reymann（1993）发现MCPG可阻断体内LTP的诱导，但其他研究者（Bordi和Ugolini，1995；BenAri和Aniksztejn，1995）未发现此效应。一般来说，拮抗剂化合物对LTP的影响与其对空间记忆测试的影响之间存在良好的相关性（但详见Saucier和Cain，1995以及Bannerman等，1995的进一步讨论）。由于现有数据表明，MCPG 会在空间学习测试中造成一定程度的损伤，但在其他测试中则不会，因此 LTP 可能只会受到 MCPG 的部分影响（Richter-Levin 等，1994）或轻微影响。未来需要使用更有效、更具选择性的 mGlu 受体拮抗剂进行研究，以阐明不同类型学习与 LTP 机制之间的关系。总之，我们的结果表明，mGlu 受体拮抗剂 MCPG 会干扰大鼠在空间水迷宫测试中的表现，但仅在高浓度药物下才会出现这种影响，而在提示水迷宫测试中则不会，这排除了该药物对感觉/知觉能力的影响。MCPG 不会影响大鼠在特定情境联想学习任务中的表现，但 NMDA 受体阻滞剂 MK801 会严重干扰该任务的表现，正如其在空间水迷宫测试中观察到的那样。未来的研究或许可以利用这两种行为范式来区分离子型和代谢型谷氨酸受体在学习和记忆中的作用。[2]

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本研究旨在探讨代谢型谷氨酸受体（mGluR）在苯丙胺诱导的行为敏感化发生发展中的作用。对11日龄的大鼠幼崽进行5天双侧mGluR拮抗剂(RS)-甲基-4-羧基苯基甘氨酸（MCPG）输注，随后进行全身注射苯丙胺，并测量其运动活性。我们假设，接受苯丙胺预处理和苯丙胺激发的幼鼠会表现出显著的活动增加，表明存在短期行为敏感化。正如预测的那样，在预处理阶段重复给予苯丙胺导致运动活性逐渐增强，表明行为敏感化的发展。 MCPG对运动活性的影响似乎独立于苯丙胺诱导的运动活性，并且MCPG预处理未能持续阻断苯丙胺预处理后再次给予苯丙胺的大鼠的行为敏化表达。本研究表明，与先前对成年大鼠的研究相反，mGluR系统似乎并不持续介导新生大鼠苯丙胺诱导的敏化发展。[3]

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新生中枢神经元中GABA-A受体介导电流（EGABA）的平衡电位处于相对去极化的水平，这被认为是由K+/Cl-共转运蛋白（KCC2）表达低而Na+-K+-Cl-共转运蛋白（NKCC1）表达相对较高所致。在幼年海马CA1锥体神经元中，放射层θ节律刺激（TBS）可诱导EGABA水平负向偏移。本研究探讨了TBS对新生和幼年海马CA1神经元EGABA水平的影响及其潜在机制。代谢型谷氨酸受体（mGluRs）被认为可以调节皮层神经元中KCC2和NKCC1的表达水平。因此，本研究也探讨了mGluRs在TBS后对KCC2或NKCC1活性以及EGABA水平的调节作用。本研究采用全细胞膜片钳技术，在Wistar大鼠海马CA1锥体神经元切片中记录了EGABA水平。结果显示，在新生大鼠中，TBS可诱导EGABA水平正向偏移，而NKCC1反义mRNA可以阻断这种偏移，NKCC1正义mRNA则无此作用。 (RS)-α-甲基-4-羧基苯基甘氨酸 (MCPG) 是一种 I 类和 II 类 mGluR 拮抗剂，可阻断 TBS 诱导的幼年和新生儿海马神经元中 EGABA 的偏移。虽然单独阻断 mGluR1 或 mGluR5 即可干扰新生儿海马神经元中 TBS 诱导的 EGABA 偏移，但只有联合阻断才能在幼年海马神经元中产生同样的效果。这些结果表明，TBS 通过分别改变 KCC2 和 NKCC1 的表达，诱导幼年海马神经元中 EGABA 的负向偏移，而诱导新生儿海马神经元中 EGABA 的正向偏移。mGluR 的激活似乎是这两种偏移发生的必要条件，但所涉及的具体受体亚型似乎有所不同。[4]

C₁₀H₁₁NO₄

209.20

209.069

C, 57.41; H, 5.30; N, 6.70; O, 30.59

146669-29-6

(S)-MCPG; 150145-89-4; 1303994-09-3

1222

White to off-white solid powder

1.39g/cm3

230 °C17 mm Hg(lit.)

95-98 °C(lit.)

221-223°C/10mm

5.44E-08mmHg at 25°C

1.343

100.62

3

5

3

15

271

0

CC(C(O)=O)(N)C1=CC=C(C(O)=O)C=C1

DNCAZYRLRMTVSF-UHFFFAOYSA-N

InChI=1S/C10H11NO4/c1-10(11,9(14)15)7-4-2-6(3-5-7)8(12)13/h2-5H,11H2,1H3,(H,12,13)(H,14,15)

4-(1-amino-1-carboxyethyl)benzoic acid

2934.99.9001

Powder      -20°C    3 years

                     4°C     2 years

In solvent   -80°C    6 months

                  -20°C    1 month

Room temperature (This product is stable at ambient temperature for a few days during ordinary shipping and time spent in Customs)

注意: 如下所列的是一些常用的体内动物实验溶解配方，主要用于溶解难溶或不溶于水的产品（水溶度<1 mg/mL）。 建议您先取少量样品进行尝试，如该配方可行，再根据实验需求增加样品量。

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注射用配方1: DMSO : Tween 80： Saline = 10 : 5 : 85 (如： 100 μL DMSO → 50 μL Tween 80 → 850 μL Saline)
*生理盐水/Saline的制备：将0.9g氯化钠/NaCl溶解在100 mL ddH ₂ O中，得到澄清溶液。
注射用配方 2: DMSO : PEG300 ：Tween 80 : Saline = 10 : 40 : 5 : 45 (如： 100 μL DMSO → 400 μL PEG300 → 50 μL Tween 80 → 450 μL Saline)
注射用配方 3: DMSO : Corn oil = 10 : 90 (如： 100 μL DMSO → 900 μL Corn oil)
示例: 以注射用配方 3 (DMSO : Corn oil = 10 : 90) 为例说明, 如果要配制 1 mL 2.5 mg/mL的工作液, 您可以取 100 μL 25 mg/mL 澄清的 DMSO 储备液，加到 900 μL Corn oil/玉米油中, 混合均匀。

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注射用配方 4: DMSO : 20% SBE-β-CD in Saline = 10 : 90 [如：100 μL DMSO → 900 μL (20% SBE-β-CD in Saline)]
*20% SBE-β-CD in Saline的制备（4°C，储存1周）：将2g SBE-β-CD (磺丁基-β-环糊精) 溶解于10mL生理盐水中，得到澄清溶液。
注射用配方 5: 2-Hydroxypropyl-β-cyclodextrin : Saline = 50 : 50 (如： 500 μL 2-Hydroxypropyl-β-cyclodextrin (羟丙基环胡精)→ 500 μL Saline)
注射用配方 6: DMSO : PEG300 : Castor oil : Saline = 5 : 10 : 20 : 65 (如： 50 μL DMSO → 100 μL PEG300 → 200 μL Castor oil → 650 μL Saline)
注射用配方 7: Ethanol : Cremophor : Saline = 10： 10 : 80 (如： 100 μL Ethanol → 100 μL Cremophor → 800 μL Saline)
注射用配方 8: 溶解于Cremophor/Ethanol (50 : 50), 然后用生理盐水稀释。
注射用配方 9: EtOH : Corn oil = 10 : 90 (如： 100 μL EtOH → 900 μL Corn oil)
注射用配方 10: EtOH : PEG300：Tween 80 : Saline = 10 : 40 : 5 : 45 (如： 100 μL EtOH → 400 μL PEG300 → 50 μL Tween 80 → 450 μL Saline)

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口服配方 1: 悬浮于0.5% CMC Na (羧甲基纤维素钠)
口服配方 2: 悬浮于0.5% Carboxymethyl cellulose (羧甲基纤维素)
示例: 以口服配方 1 (悬浮于 0.5% CMC Na)为例说明, 如果要配制 100 mL 2.5 mg/mL 的工作液, 您可以先取0.5g CMC Na并将其溶解于100mL ddH2O中，得到0.5%CMC-Na澄清溶液；然后将250 mg待测化合物加到100 mL前述 0.5%CMC Na溶液中，得到悬浮液。

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口服配方 3: 溶解于 PEG400 (聚乙二醇400)
口服配方 4: 悬浮于0.2% Carboxymethyl cellulose (羧甲基纤维素)
口服配方 5: 溶解于0.25% Tween 80 and 0.5% Carboxymethyl cellulose (羧甲基纤维素)
口服配方 6: 做成粉末与食物混合

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注意: 以上为较为常见方法，仅供参考， InvivoChem并未独立验证这些配方的准确性。具体溶剂的选择首先应参照文献已报道溶解方法、配方或剂型，对于某些尚未有文献报道溶解方法的化合物，需通过前期实验来确定（建议先取少量样品进行尝试），包括产品的溶解情况、梯度设置、动物的耐受性等。

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请根据您的实验动物和给药方式选择适当的溶解配方/方案：
1、请先配制澄清的储备液(如：用DMSO配置50 或 100 mg/mL母液(储备液));
2、取适量母液，按从左到右的顺序依次添加助溶剂，澄清后再加入下一助溶剂。以 下列配方为例说明 (注意此配方只用于说明，并不一定代表此产品 的实际溶解配方):
10% DMSO → 40% PEG300 → 5% Tween-80 → 45% ddH2O (或 saline);
假设最终工作液的体积为 1 mL, 浓度为5 mg/mL: 取 100 μL 50 mg/mL 的澄清 DMSO 储备液加到 400 μL PEG300 中，混合均匀/澄清；向上述体系中加入50 μL Tween-80，混合均匀/澄清；然后继续加入450 μL ddH2O (或 saline)定容至 1 mL；
3、溶剂前显示的百分比是指该溶剂在最终溶液/工作液中的体积所占比例;
4、 如产品在配制过程中出现沉淀/析出，可通过加热(≤50℃)或超声的方式助溶;
5、为保证最佳实验结果，工作液请现配现用！
6、如不确定怎么将母液配置成体内动物实验的工作液，请查看说明书或联系我们;
7、 以上所有助溶剂都可在 Invivochem.cn网站购买。